Informations

Les algues vertes forment-elles des symbioses obligatoires avec les champignons ?

Les algues vertes forment-elles des symbioses obligatoires avec les champignons ?



We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Je comprends que les symbioses obligatoires signifient que les deux organismes ne peuvent pas vivre l'un sans l'autre et sont dans une relation symbiotique, mais les algues vertes en découlent-elles avec des champignons ?


Oui, les lichens sont des organismes composites d'algues vertes (ou cyanobactéries) cohabitant avec des champignons.

Dans la plupart des cas, la partie fongique dépend complètement de cette symbiose et dépend complètement de la symbiose. Pour les algues, il semble que certaines espèces puissent survivre seules, mais pas nécessairement dans le même environnement que le lichen, tandis que d'autres espèces peuvent encore être complètement dépendantes de la symbiose (voir aussi les commentaires).


Trébouxia

De Trébouxia , le phycobionte le plus commun, les six isolats suivants ont été étudiés : Trebouxia albulescens de Buellia punctata, T. anticipata de Parmelia rudecta, T. decolorans de Xanthoria parietina, T. erici de Cladonia cristatella, T. gelatinosa de Parmelia caperata, et T. impressa de Physcia étoilé (Laudi et al., 1969 Jacobs et Ahmadjian, 1971a Fisher et Lang, 1971b). Ces algues ont été cultivées soit en milieu organique ou inorganique et soit sous éclairage soit à l'obscurité. Tous les Trébouxia les cellules présentaient un pyrénoïde au centre d'un grand chloroplaste. L'arrangement des thylakoïdes a montré la même variation que celle déjà décrite pour les cellules lichénisées. Trébouxia erici cultivées sous 1075 et 3600 lux au lieu de 215 lux ont montré une diminution des thylakoïdes empilés ( Fisher et Lang, 1971b ). Trebouxia decolorans et T. albulescens étaient plus sensibles à la lumière forte (3000 lux) dans leur état de culture par rapport à leur forme lichénisée.

Alors que le lichénisé Trébouxia ont généralement un seul pyrénoïde, plusieurs peuvent apparaître dans les cellules cultivées ( Fisher et Lang, 1971b Jacobs et Ahmadjian, 1971a ). Les pyrénoïdes sont traversés par des thylakoïdes dont l'apparence peut être différente même dans une espèce, un fait qui a été noté aussi dans lichénisé Trébouxia (Peveling, 1969a). Les pyrénoglobules, alignés le long des thylakoïdes intrapyrénoïdes, mesuraient 100 nm de diamètre dans des cellules de T. erici qui ont été cultivés en culture inorganique. Les cellules cultivées dans des milieux organiques avaient des pyrénoglobules de seulement 30 à 50 nm de diamètre et ils étaient moins nombreux ( Fisher et Lang, 1971b Jacobs et Ahmadjian, 1971a ). De plus, T. erici cultivées dans des milieux organiques à 215 lux ont montré plus de pyrénoglobules que les cellules cultivées à 1075 ou 3600 lux. Après transfert de T. erici de la culture organique à la culture inorganique, il y a eu une augmentation marquée des pyrénoglobules ( Jacobs et Ahmadjian, 1971a ). L'accumulation d'amidon varie dans les phycobiontes lichénisés et isolés selon les différences dans les conditions de culture. Fisher et Lang (1971b) ont découvert que les jeunes cellules cultivées à 215 lux contenaient de plus grandes quantités d'amidon que les cellules cultivées à 1075 ou 3600 lux.

Le cytoplasme forme un mince rebord autour du chloroplaste et révèle le réticulum endoplasmique, les mitochondries et les ribosomes. Dans l'isolé T. erici plus de dictyosomes ont été observés que dans la forme lichénisée ( Fisher et Lang, 1971b ). Ceci est probablement dû au taux de division plus élevé en culture. Deux types de produits de stockage sont apparents dans le cytoplasme des cellules cultivées. Un produit est un corps sphérique dense aux électrons, d'aspect alvéolé ou tacheté, qui est généralement présent dans les vacuoles. De tels corps sont absents dans les cellules cultivées en milieu pauvre en phosphate. Selon Fisher, des accumulations de polyphosphate ont été mises en évidence dans ces corps. Le deuxième type de corps de stockage est constitué de gouttelettes de stockage transparentes aux électrons similaires à celles des phycobiontes lichénisés.

En plus de permettre des observations des cellules végétatives, les cultures présentent une chance d'analyser la structure des cellules en division.

La construction d'aplanospores et de zoospores par T. erici est décrit comme très similaire ( Jacobs et Ahmadjian, 1971a ). La division commence par une expansion du pyrénoïde et sa fragmentation en parties plus petites. Pyrénoglobules et globules osmiophiles à l'extérieur du fusible pyrénoïde. A ce stade, au moins un dictyosome est évident dans chaque cellule. Deux chloroplastes filles se déplacent vers une position pariétale contre la paroi cellulaire et plusieurs mitochondries s'alignent le long du bord de chaque chloroplaste. Ces mitochondries se divisent ensuite en plusieurs plus petites. A ce stade, le noyau a pris une position centrale dans la cellule et est entouré de gouttelettes de stockage transparentes aux électrons. Simultanément, de nombreux dictyosomes sont présents et semblent produire un grand nombre de vésicules transparentes aux électrons, certaines avec des noyaux denses aux électrons. Les chloroplastes filles se divisent ensuite successivement plusieurs fois. La division nucléaire se produit avant la cytokinèse. Les cellules filles sous forme d'aplanospores ou de zoospores sont libérées par un pore de sortie dans la paroi du zoosporange. Une structure très typique des zoospores est la tache oculaire. Mais cette différenciation ne se retrouve que dans les zoospores issues de cellules en milieu inorganique. Le point oculaire vu en coupe longitudinale se compose d'une rangée de dix gouttelettes denses aux électrons.

Les parois cellulaires isolées Trébouxia les cellules cultivées dans des milieux organiques ou inorganiques possèdent une surface fibrillaire qui devient évidente par des répliques de carbone ou après cryogravure. Ce composant fibrillaire de la paroi cellulaire n'a pas été détecté dans les Trébouxia ( Jacobs et Ahmadjian, 1971a ).


Que sont les lichens ?

Avez-vous déjà vu un lichen et su que c'était un lichen ? Peu de gens savent ce que sont les lichens, et qui le saurait ? On dirait qu'ils viennent d'une autre planète ! Les lichens sont des organismes bizarres et il n'y en a pas deux pareils.

Les lichens sont une forme de vie complexe qui est un partenariat symbiotique de deux organismes distincts, un champignon et une algue. Le partenaire dominant est le champignon, qui donne au lichen la majorité de ses caractéristiques, de sa forme de thalle à ses fructifications. L'algue peut être une algue verte ou une algue bleu-vert, autrement appelée cyanobactérie. De nombreux lichens contiennent les deux types d'algues.

Que sont les champignons ?

Les champignons sont un groupe diversifié d'organismes qui sont dans leur propre royaume (champignons), séparés des plantes. Les champignons ne contiennent pas de chlorophylle ni aucun autre moyen de produire leur propre nourriture, ils dépendent donc d'autres organismes pour se nourrir. Les champignons sont largement connus pour leur rôle dans la décomposition de la matière organique. Ils sont également nécessaires à la survie de l'écosystème qui les entoure, comme le partenariat avec les plantes et les arbres pour les nutriments et la survie.

Les lichens sont un autre partenariat de ce type permettant aux champignons d'obtenir des nutriments d'un autre organisme. L'algue partenaire effectue la photosynthèse et fournit de la nourriture au champignon, afin qu'il puisse se développer et se propager.

Sclerotia veratri, un champignon de la coupe. Ces types de champignons sont le partenaire fongique le plus courant dans la biologie du lichen. Photo de Chris Wagner, Service des forêts des États-Unis.

Que sont les algues ?

Les algues sont dans un autre royaume (Protista) séparé des plantes et des champignons. Il existe plusieurs types d'algues : vertes, brunes, rouges, dorées. Ils peuvent survivre seuls dans l'eau salée et l'eau douce, et dans n'importe quel environnement lorsqu'ils font partie d'une relation de lichen.

Bien que les cyanobactéries soient appelées algues bleu-vert, ce sont en fait des bactéries et font partie du royaume des bactéries, Monera. Le "bleu" dans le nom commun fait référence au fait qu'ils ont besoin de vivre dans l'eau, et les "algues vertes" font référence à leurs capacités photosynthétiques, comme les algues vertes.

Peltigera britannica, lichen à peau de chien. Remarquez la surface d'un vert vif qui laisse transparaître les algues vertes. Regardez attentivement et vous verrez des taches sombres. Ces taches sont des poches de cyanobactéries. Photo de Karen Dillman, Service des forêts des États-Unis.


Respiration et alimentation

Au niveau cellulaire, les voies métaboliques connues pour les protistes ne sont essentiellement pas différentes de celles trouvées parmi les cellules et les tissus d'autres eucaryotes. Ainsi, les plastes des protistes d'algues fonctionnent comme les chloroplastes des plantes en ce qui concerne la photosynthèse et, lorsqu'elles sont présentes, les mitochondries fonctionnent comme le site où les molécules sont décomposées pour libérer de l'énergie chimique, du dioxyde de carbone et de l'eau. La différence fondamentale entre les protistes unicellulaires et les cellules dépendantes des tissus et des organes des autres eucaryotes réside dans le fait que les premiers sont à la fois des cellules et des organismes complets. De tels micro-organismes doivent donc remplir les fonctions vitales qui sont généralement assurées par les systèmes d'organes au sein des corps multicellulaires ou multitissus complexes des autres eucaryotes. Beaucoup de ces fonctions chez les protistes dépendent d'adaptations architecturales relativement élaborées dans la cellule. L'alimentation phagotrophe, par exemple, nécessite des processus plus compliqués au niveau cellulaire du protiste, où aucune combinaison de tissus et de cellules n'est disponible pour effectuer l'ingestion, la digestion et l'ingestion de particules alimentaires. D'autre part, l'obtention d'oxygène dans le cas des protistes protozoaires libres et nageurs est plus simple que pour les eucaryotes multicellulaires car le processus ne nécessite que la diffusion directe de l'oxygène du milieu environnant.

Bien que la plupart des protistes aient besoin d'oxygène (aérobies obligatoires), certains peuvent ou doivent dépendre d'un métabolisme anaérobie, par exemple des formes parasitaires habitant des sites sans oxygène libre et certains ciliés benthiques vivant dans la zone sulfurée de certaines espèces marines. et les sédiments d'eau douce. Les mitochondries ne se trouvent généralement pas dans le cytoplasme de ces anaérobies, mais des microorganismes appelés hydrogénosomes ou des bactéries symbiotiques spécialisées agissent comme des organites respiratoires.

Les principaux modes de nutrition chez les protistes sont l'autotrophie (impliquant les plastes, la photosynthèse et la fabrication par l'organisme de ses propres nutriments à partir du milieu) et l'hétérotrophie (l'absorption de nutriments). L'autotrophie obligatoire, qui ne nécessite que quelques matériaux inorganiques et de l'énergie lumineuse pour la survie et la croissance, est caractéristique des protistes d'algues (par exemple, Chlamydomonas). L'hétérotrophie peut se produire sous l'un d'au moins deux types : la phagotrophie, qui est essentiellement l'absorption d'aliments particulaires, et l'osmotrophie, l'absorption des nutriments dissous du milieu, souvent par la méthode de la pinocytose. L'hétérotrophie phagotrophe est observée chez de nombreux ciliés qui semblent avoir besoin de proies vivantes comme sources organiques d'énergie, de carbone, d'azote, de vitamines et de facteurs de croissance. La nourriture des protistes phagotrophes libres va des autres protistes aux bactéries en passant par le matériel végétal et animal, vivant ou mort. Les charognards sont nombreux, surtout parmi les protozoaires ciliés en effet, les espèces de certains groupes préfèrent les proies moribondes. On dit que les organismes qui peuvent utiliser l'autotrophie et l'hétérotrophie ou les deux présentent une mixotrophie. De nombreux dinoflagellés, par exemple, présentent une mixotrophie.

Les mécanismes d'alimentation et leur utilisation sont divers chez les protistes. Ils comprennent la capture de proies vivantes par l'utilisation d'extensions pseudopodiales encerclantes (chez certains amiboïdes), le piégeage de particules de nourriture dans les courants d'eau par des filtres formés d'organites buccaux composés spécialisés (chez les ciliés) et la simple diffusion de matière organique dissoute. à travers la membrane cellulaire, ainsi que l'aspiration du cytoplasme de certaines cellules hôtes (comme chez de nombreux protistes parasites). Dans le cas de nombreux protistes symbiotiques, les méthodes de survie, telles que l'invasion de l'hôte et le transfert vers de nouveaux hôtes, se sont développées grâce à de longues associations et souvent à la coévolution des deux partenaires.


Reproduction et histoires de vie

Les algues se régénèrent par reproduction sexuée, impliquant des gamètes mâles et femelles (cellules sexuelles), par reproduction asexuée, ou par les deux voies.

La reproduction asexuée est la production d'une descendance sans l'union de cellules ou de matériel nucléaire. De nombreuses petites algues se reproduisent de manière asexuée par division cellulaire ordinaire ou par fragmentation, tandis que les plus grandes algues se reproduisent par spores. Certaines algues rouges produisent des monospores (cellules à parois, non flagellées, sphériques) qui sont transportées par les courants d'eau et qui, lors de la germination, produisent un nouvel organisme. Certaines algues vertes produisent des spores immobiles appelées aplanospores, tandis que d'autres produisent des zoospores, dépourvues de véritables parois cellulaires et portant un ou plusieurs flagelles. Ces flagelles permettent aux zoospores de nager vers un environnement favorable, tandis que les monospores et les aplanospores doivent dépendre du transport passif par les courants d'eau.

La reproduction sexuée est caractérisée par le processus de méiose, dans lequel les cellules descendantes reçoivent la moitié de leur information génétique de chaque cellule mère. La reproduction sexuée est généralement régulée par des événements environnementaux. Chez de nombreuses espèces, lorsque la température, la salinité, les nutriments inorganiques (par exemple, le phosphore, l'azote et le magnésium) ou la durée du jour deviennent défavorables, la reproduction sexuée est induite. Un organisme se reproduisant sexuellement a généralement deux phases dans son cycle de vie. Au premier stade, chaque cellule a un seul jeu de chromosomes et est appelée haploïde, tandis qu'au deuxième stade, chaque cellule a deux jeux de chromosomes et est appelée diploïde. Lorsqu'un gamète haploïde fusionne avec un autre gamète haploïde pendant la fécondation, la combinaison résultante, avec deux ensembles de chromosomes, est appelée zygote. Soit immédiatement, soit plus tard, une cellule diploïde subit directement ou indirectement un processus spécial de division cellulaire réductrice (méiose). Les cellules diploïdes à ce stade sont appelées sporophytes car elles produisent des spores. Au cours de la méiose, le nombre de chromosomes d'un sporophyte diploïde est réduit de moitié et les cellules filles résultantes sont haploïdes. À un moment donné, immédiatement ou plus tard, les cellules haploïdes agissent directement comme des gamètes. Chez les algues, comme chez les plantes, les cellules haploïdes à ce stade sont appelées gamétophytes car elles produisent des gamètes.

Les cycles de vie des algues à reproduction sexuée varient chez certains, le stade dominant est le sporophyte, chez d'autres c'est le gamétophyte. Par exemple, Sargasses (classe Phaeophyceae) a un corps diploïde (sporophyte) et la phase haploïde est représentée par des gamètes. Ectocarpe (classe Phaeophyceae) a des stades végétatifs diploïdes et haploïdes alternés, alors que Spirogyre (classe Charophyceae) a un stade végétatif haploïde, et le zygote est la seule cellule diploïde.

Chez les espèces d'eau douce en particulier, l'œuf fécondé, ou zygote, passe souvent dans un état dormant appelé zygospore. Les zygospores ont généralement une grande réserve de nourriture et une paroi cellulaire épaisse et résistante. Suite à un stimulus environnemental approprié, tel qu'un changement de lumière, de température ou de nutriments, les zygospores sont amenées à germer et à commencer une autre période de croissance.

La plupart des algues peuvent vivre des jours, des semaines ou des mois. Les petites algues se trouvent parfois en abondance pendant une courte période de l'année et restent dormantes le reste de l'année. Chez certaines espèces, la forme dormante est un kyste résistant, tandis que d'autres espèces restent à l'état végétatif mais à des effectifs très faibles. Certaines grandes espèces attachées sont de véritables vivaces. Ils peuvent perdre le corps principal à la fin de la saison de croissance, mais la partie d'attache, le crampon, ne produit une nouvelle croissance qu'au début de la saison de croissance suivante.

Les algues rouges, illustrées par Polysiphonie, ont certains des cycles de vie les plus complexes connus pour les organismes vivants. Après la méiose, quatre tétraspores haploïdes sont produites, qui germent pour produire un gamétophyte mâle ou femelle. À maturité, le gamétophyte mâle produit des branches spermatangiales spéciales qui portent des structures, appelées spermatangia, qui contiennent des spermaties, les gamètes mâles. Le gamétophyte femelle produit des branches carpogoniales spéciales qui portent des carpogones, les gamètes femelles. La fécondation se produit lorsqu'un spermatozoïde mâle, transporté par les courants d'eau, entre en collision avec la partie étendue d'un carpogonium femelle et que les deux gamètes fusionnent. Le carpogonium fécondé (le zygote) et le tissu de gamétophyte femelle qui l'entoure se développent en une structure en forme de panier ou de pustule appelée carposporophyte. Le carposporophyte produit et libère finalement des carpospores diploïdes qui se développent en tétrasporophytes. Certaines cellules du tétrasporophyte subissent une méiose pour produire des tétraspores, et le cycle se répète. Dans le cycle de vie de Polysiphonie, et de nombreuses autres algues rouges, il existe des gamétophytes mâles et femelles séparés, des carposporophytes qui se développent sur les gamétophytes femelles et des tétrasporophytes séparés.

Les cycles de vie des diatomées, qui sont diploïdes, sont également uniques. Les parois des diatomées, ou frustules, sont composées de deux parties qui se chevauchent (les valves). Au cours de la division cellulaire, deux nouvelles valves se forment au milieu de la cellule et divisent le protoplasme en deux parties. Par conséquent, les nouvelles valves sont généralement un peu plus petites que les originales, donc après de nombreuses générations successives, la plupart des cellules de la population croissante sont plus petites que leurs parents. Lorsque ces diatomées atteignent une taille critique, la reproduction sexuée peut être stimulée. Les petites cellules diploïdes subissent une méiose et, parmi les diatomées pennées (fines, elliptiques), les gamètes haploïdes résultants fusionnent en un zygote, qui devient assez gros et forme un type particulier de cellule appelé auxospore. L'auxospore se divise, formant deux grandes cellules végétatives, et de cette manière la plus grande taille est renouvelée. Chez les diatomées centriques, il existe une différenciation marquée entre les gamètes femelles immobiles, qui agissent comme des ovules, et les gamètes mâles mobiles (généralement uniflagellés).


Biotechnologie environnementale et sécurité

6.48.2.3 Production d'hydrogène par photofermentations

Les bactéries photosynthétiques ont longtemps été étudiées pour leur capacité à produire des quantités importantes de H 2. Les bactéries photosynthétiques évoluent moléculaire H2 catalysée par la nitrogénase dans des conditions déficientes en azote en utilisant de l'énergie lumineuse et des composés réduits. La réaction globale de production d'hydrogène est donnée par

Les capacités métaboliques polyvalentes de ces organismes et le manque de PSII, qui élimine automatiquement les difficultés associées à O2 inhibition de H2 production, offrent un avantage par rapport à la biophotolyse. Un autre avantage de l'utilisation de bactéries photosynthétiques est que ces organismes sont capables d'utiliser une large gamme de composés organiques bon marché pour H2 production.

Bactéries photohétérotrophes capables de convertir les acides organiques (acide acétique, lactique et butyrique) en H2 et Cie2 dans des conditions anaérobies en présence de lumière comprennent Rhodobacter sphaeroides, Rhodobacter capsulatus, Rhodovulum sulfidophilum W-1S, et Rhodopseudomonas palustris. L'efficacité de conversion la plus élevée rapportée dans la littérature a été obtenue lorsque l'acide lactique a été utilisé comme seule source de carbone. R. rubrum et R. palustris P4, qui exprime une enzyme déshydrogénase CO-dépendante (CODH), a également été signalé comme étant capable de produire H2 à partir de CO ou d'autres acides organiques [11] . La température de croissance et le pH optimaux pour les bactéries photosynthétiques se situent respectivement entre 30 et 35 °C et un pH de 7,0. La production d'hydrogène par ces bactéries nécessite des conditions anaérobies sous éclairage [12] . Même si ces organismes préfèrent les acides organiques comme source de carbone, d'autres effluents industriels sont sensibles à H2 fabrication [13] .

Les principaux facteurs qui affectent H2 les taux de production des bactéries photohétérotrophes sont l'intensité lumineuse, la source de carbone et le type de culture microbienne. La nitrogénase, cependant, est l'enzyme clé catalysant H2 production par ces bactéries. La présence d'oxygène, d'ammoniac et des rapports N/C élevés sont connus pour inhiber l'activité de la nitrogénase. Par exemple, H2 fabrication par R. sphaeroides est complètement inhibée à des concentrations d'ammoniac supérieures à 2 mM [13] .

La présence d'azote élevé induit des changements métaboliques vers l'utilisation de substrats organiques pour la synthèse cellulaire plutôt que H2 production, entraînant une croissance excessive de la biomasse et une réduction de la pénétration de la lumière. Par conséquent, des conditions limitées en ammonium et sans oxygène sont nécessaires. Des protéines telles que l'albumine, le glutamate et l'extrait de levure peuvent être utilisées comme sources d'azote. Les enzymes d'hydrogénase d'absorption dans les bactéries photofermentaires oxydent H2 et sont antagonistes à l'activité de la nitrogénase, par conséquent, l'activité de l'hydrogénase d'absorption doit être éliminée pour une augmentation de H2 production. Deux à trois fois plus H2 la production a été réalisée en utilisant des cultures mutantes déficientes en hydrogénase de bactéries photofermentaires [14] .

L'intensité lumineuse est un autre paramètre important affectant les performances des photofermentations. L'augmentation de l'intensité lumineuse a un effet stimulant sur H2 rendements et taux de production, mais a un effet négatif sur les rendements de conversion de la lumière. Il a été rapporté que le mutant d'antenne réduit de R. sphaeroides MTP4 produit H2 plus efficacement sous une intensité lumineuse élevée par rapport à la souche de type sauvage. Les mutants à antenne réduite ont été étudiés pour de nombreuses applications biotechnologiques, car les avantages dérivés d'une absorption réduite de la lumière peuvent affecter un certain nombre de voies physiologiques, dans différents micro-organismes. Torzillo et al. [15] ont rapporté sur les algues vertes qu'en effet un grand avantage peut être dérivé de ces mutants.

L'intensité lumineuse affecte également les taux de consommation d'acides organiques. Par exemple, la consommation de butyrate nécessite des intensités lumineuses plus élevées (4 000 lux) par rapport à l'acétate et le propionate. Le temps d'exposition à la lumière affecte également H2 production. Une alternance de cycles de lumière de 14 h / 10 h d'obscurité a donné un H légèrement plus élevé2 les taux de production et les concentrations cellulaires par rapport à l'éclairage continu. Une exposition plus fréquente au cycle sombre/lumière a un meilleur effet sur H2 fabrication [16] .

Les effluents industriels sont propices à H2 production par les organismes photosynthétiques tant que la couleur des eaux usées n'empêche pas la pénétration de la lumière. Les effluents industriels devraient également avoir une quantité raisonnable ou tolérable d'ammoniac, qui inhibe l'enzyme nitrogénase et réduit le H2 productivité. Ainsi, l'élimination de l'ammoniac et des composés toxiques (métaux lourds, phénols, etc.) et la dilution des hautes teneurs en matière organique (DCO) dans les effluents industriels peuvent nécessiter un prétraitement avant utilisation pour la production de biohydrogène gazeux.

Un résumé détaillé de H2 les études de production de certaines eaux usées de l'industrie alimentaire sont données par Kapdan et Kargi [16] . Le glucose, le saccharose, l'amidon, l'amidon de blé, le lactose, les déchets alimentaires, les déchets de transformation de pommes de terre, les pommes, les boues domestiques, la mélasse, la rizerie, les biosolides, le filtrat, les résidus d'amidon de patate douce et la fraction organique des déchets solides municipaux ont été utilisés comme substrats pour H2 production. De plus, l'acétate, le butyrate, le lactate, le malate et le succinate ont également été étudiés. Production de biohydrogène à partir d'eaux usées prétraitées de raffinerie de sucre (SRWW) dans un photobioréacteur à colonne utilisant R. sphaeroides OU 001 a obtenu un H2 taux de production de 3,8 ml l −1 h −1 à 32 °C en mode batch avec des SRWW dilués à 20 % [17] . L'ajout d'acide malique (20 g l −1 ) dans les SRWW a amélioré le taux de production et a entraîné un H2 taux de production de 5 ml l -1 h -1 . Une dilution significative (3-4%) des effluents hautement concentrés des moulins à huile (OME) était nécessaire pour éliminer les effets inhibiteurs de la teneur élevée en matières organiques et de la couleur sombre de l'OME avant une quantité raisonnable de H2 une production a été observée [18] . La dilution de deux pour cent a été signalée comme la meilleure pour H2 potentiel de production de 13,9 l H2 l −1 eaux usées à 32 °C avec R. sphaeroides OU 001, et une réduction de la DCO ∼35% a été obtenue [19] .

Les eaux usées de tofu, qui est un effluent riche en glucides et en protéines, ont également été utilisées pour H2 production. Rendement en hydrogène des eaux usées de tofu (1,9 l H2 l −1 eaux usées à 30 °C) était comparable à H2 rendement en glucose (3,6 l H2 l −1 eaux usées) en utilisant R. sphaeroides RV immobilisé en gélose [20] . Aucune inhibition de l'ammoniac (2 mM) n'a été observée et 41 % du carbone organique total (COT) a été éliminé. De même, la dilution des eaux usées à un taux de 50% a entraîné une augmentation de H2 rendement jusqu'à 4,32 l H2 l −1 eaux usées et 66 % d'élimination du COT [20] .

D'autres déchets d'origine agricole tels que la fécule de pomme de terre, le jus de canne à sucre et le lactosérum ont également été étudiés en termes de H2 fabrication en utilisant Rhodopseudomonas sp. Le jus de canne à sucre a donné le niveau maximum de H2 (45 ml (mg DW h) -1 ) par rapport aux déchets de pommes de terre (30 ml (mg DW h) -1 ) et au lactosérum (25 ml (mg DW h) -1 ). Il n'y avait pas de H2 production par la bactérie photosynthétique, Rhodobium marinum, en utilisant de l'amidon brut comme substrat [21] .

Le développement de photobioréacteurs efficaces est un autre facteur critique pour la photobiologie H2 production. Les principaux types de photobioréacteurs rapportés pour H2 sont des réacteurs tubulaires, à panneaux plats et à colonnes à bulles. Les tentatives pour intensifier le processus dans des conditions de laboratoire en augmentant la concentration de cellules dans le photobioréacteur ont échoué en raison de la décroissance exponentielle de l'intensité lumineuse avec l'augmentation de la densité de la culture cellulaire. Ce fait nécessite des exigences strictes pour les bioréacteurs avec tous les micro-organismes photosynthétiques. Les photobioréacteurs expérimentaux les plus courants ont des épaisseurs de couche de suspension de 1 à 5 cm. Par conséquent, les taux de H2 évolution sont, selon différents auteurs, de 0,08 à 0,26 l H2 l -1 suspension h -1 . La concentration des cellules à l'intérieur du réacteur peut également être augmentée par immobilisation sur des matrices transmettant la lumière avec des rapports surface/volume élevés. Dans ce cas, jusqu'à 12 g de cellules (poids sec) peuvent être immobilisés dans 1 l de matrice. Par conséquent, les taux de H2 l'évolution par unité de volume augmente considérablement. Ainsi, R. sphaeroides immobilisé sur un verre poreux à évolution constante H2 à raison de 1,1 l l -1 matrice h -1 pour > 1000 h. Le H volumétrique maximum2 le taux atteint était de 3,8 l l -1 matrice h 1 , avec une conversion de 80 % du substrat acide organique [22] .

Les bactéries photosynthétiques mutantes ont été utilisées par de nombreux chercheurs pour améliorer l'efficacité de conversion de la lumière, et donc H2 taux de production. Bien qu'une amélioration ait été observée par type de mutant, l'efficacité de conversion de la lumière était ∼ 6 % [23] , ce qui est encore inférieur à l'efficacité théorique. Une efficacité de conversion lumineuse maximale de 9,23 % a été obtenue en utilisant un photobioréacteur induit et diffusé à une intensité lumineuse de 300 W m -2. La longueur de pénétration de la lumière (c'est-à-dire la largeur du bioréacteur) est importante pour la productivité de l'hydrogène. En ce qui concerne l'énergie solaire H2 production, l'efficacité de conversion de la lumière a été signalée comme étant inférieure à midi en raison de l'intensité lumineuse élevée (1,0 kW m -2 ). De plus, un retard de 2 à 4 h a été observé dans le taux de production d'hydrogène maximum (3,4 l H2 (m 2 h) −1 ) après l'intensité lumineuse la plus élevée à midi avec un rendement moyen de conversion de la lumière de 1,4 % [23] . Un rendement de conversion de la lumière de 3,5 % avec une intensité lumineuse supérieure à 0,8 kW m -2 à midi a été obtenu en utilisant un système de photo-bioréacteur avec bandes d'ombre claires, alors que la photoinhibition a été observée à 0,4 kW m -2 dans des photobioréacteurs sans bandes d'ombre [24] .

L'autre paramètre important qui a un effet sur H2 la production en photobioréacteurs se mélange. L'injection de gaz à l'aide d'argon est couramment utilisée pour le mélange, bien que non rentable. D'autre part, le barbotage continu d'argon inhibe la croissance de Rhodopseudomonas dans un photobioréacteur à agitation pneumatique à cause du CO2 tandis que la recirculation a permis une meilleure croissance de la culture. Un nouveau photobioréacteur à panneau plat avec déflecteurs a permis une augmentation significative de la productivité de la biomasse et, par conséquent, il pourrait également être utilisé pour H2 fabrication [25] .

Un autre système de réacteur couramment utilisé est le photobioréacteur multitubulaire, qui est généralement utilisé pour la culture de Spiruline. Les réacteurs tubulaires sont constitués de tubes transparents parallèles remplis d'eau. Le système est incliné avec une pente de 10 à 30 % pour permettre aux bulles de gaz de monter. Le taux de production d'hydrogène à partir du lactate à l'aide d'un réacteur tubulaire modifié a atteint 2 l m −2 h −1 avec un rendement de conversion de la lumière de 2% dans des expériences en extérieur [26] .


CHAMPIGNONS DANS LES HABITATS D'EAU DOUCE

CAROL A. SHEARER , . JOYCE E. LONGCORE , dans Biodiversité des champignons , 2004

RÉSUMÉ DES CONNAISSANCES EXISTANTES

Les Chytridiomycètes, qui sont de vrais Champignons ( Förster et al. 1990 Bowman et al. 1992 ), et les Hyphochytriomycetes, qui sont alliés aux straminipiles ( Barr 1992 Van der Auwera et al. 1995 ), sont traités ensemble car les espèces des deux groupes sont extérieurement similaires, occupent les mêmes habitats et sont étudiés avec les mêmes techniques. Les hyphochytrides consistent en un seul ordre avec trois familles et quatre genres ( Karling 1977 Fuller 1990 ). Les membres produisent typiquement des zoospores avec un seul flagelle antérieur tinsellé. Les cinq ordres qui composent la classe des Chytridiomycètes sont définis sur la base des différences de caractères ultrastructuraux des zoospores (D. J. S. Barr 1990 , 2001 ). Les membres de tous les ordres, à l'exception de certaines espèces des Neocallimastigales spécialisés, ont des zoospores avec un seul flagelle dirigé vers l'arrière. Les Chytridiales, Monoblepharidales et Blastocladiales se trouvent dans l'eau et dans les sols. Les Spizellomycetales habitent principalement les sols mais peuvent être trouvés aux marges des habitats aquatiques lentiques et lotiques. Les représentants des Neocallimastigales sont des anaérobies obligatoires et, jusqu'à présent, n'ont été isolés que du système digestif et des excréments d'animaux herbivores, à l'exception d'un seul isolement d'un étang de ferme ( Wubah et Kim 1995 ).

Les Blastocladiales contiennent cinq familles et 13 genres. Certains taxons, y compris les organismes expérimentaux bien connus, Allomyces et Blastocladiella , sont saprotrophes, mais beaucoup d'autres sont des parasites spécialisés d'invertébrés (p. Coelomomyces espèces chez les larves de moustiques). Physiodermie, un genre dont les membres parasitent les plantes aquatiques et semi-aquatiques, appartient également à cet ordre. Monoblepharidales contient quatre familles et six genres, tous saprotrophes ( Forget et al. 2002 ). Les premiers membres des Chytridiales ont été décrits dans les années 1850, actuellement quatre familles et environ 80 genres contenant plus de 500 espèces sont reconnus. En 1980, Spizellomycetales, qui contient quatre familles et 10 genres, a été séparé des Chytridiales sur la base des caractères ultrastructuraux des zoospores ( Barr 1980 ).

La majeure partie de la diversité des Chytridiomycètes réside dans les Chytridiales, mais malheureusement, les études de ce groupe sont gravement limitées par le manque de descriptions adéquates des espèces, de mentors pouvant aider aux identifications et de guides d'identification récents. La monographie la plus récente qui inclut les Chytridiomycètes et les Hyphochytriomycètes est Sparrow's Phycomycètes aquatiques (1960), qu'il a ensuite suivi d'une clé des genres ( Sparrow 1973 ). Plus de 23 genres et 300 espèces ont été décrits depuis la monographie de Sparrow et sont répertoriés avec d'autres changements de taxonomie dans une bibliographie de Longcore (1996). Les taxons décrits depuis 1960, cependant, n'ont pas été incorporés dans les clés taxonomiques. Zarys hydromikologii ( Batko 1975 ) est consacré exclusivement aux champignons aquatiques, mais son utilité est limitée dans de nombreux pays car les clés sont écrites en polonais et ne sont pas exhaustives dans leur couverture des espèces. Chytridiomycetarum Iconographica ( Karling 1977 ) contient des commentaires sur des genres de chytrides et d'hyphochytrides et de nombreux dessins. Parce qu'il est tentant d'utiliser les dessins de Karling pour « représenter » des champignons aquatiques, nous soulignons que son livre ne décrit qu'une fraction des espèces décrites. Investigators who wish to identify chytrids and hyphochytrids, particularly those described since 1960, need to refer to original descriptions.

Reviews of the ecology of freshwater fungi ( Sparrow 1968 Dick 1976 Powell 1993 ) provide an overview of what is known about the diversity of zoosporic fungi. Knowledge of the diversity of zoosporic fungi in several geographic areas has accrued as a consequence of the career research of mycologists who specialize in those groups. Notable in this regard with respect to aquatic habitats are the papers of H. M. Canter and colleagues, which document chytrids associated with algae in the Lake District of England (see references in Karling 1977 ). Knowledge of the aquatic mycota of the Lake District was broadened further by L. G. Willoughby's studies of the saprotrophic chytrids of the margins and muds of several lakes in that area (see references in Karling 1977 ).

Similarly, a general knowledge of the diversity of chytrids and other aquatic fungi found in northern Michigan, in the United States, exists as a result of the research of F. K. Sparrow and colleagues. Over a span of about 20 years, those researchers published papers on zoosporic fungi from aquatic sites and soils throughout the northern counties of the lower peninsula of Michigan. Their studies emphasized the fungi, not the habitat.

The Chytridiomycetes and Hyphochytriomycetes are denoted as “aquatic” fungi because they disperse through water with motile spores. After rain or snow melt, most soils are transformed into an “aquatic” habitat in which chytrids and hyphochytrids are widespread. Consequently, many aquatic fungi have been studied from soil samples, which contain resting spores of zoosporic fungi, because they are relatively easy to collect and transport. For example, Karling based his reports of zoosporic fungi from India, Africa, New Zealand, Oceania, and various South American countries mostly on his studies of soil samples, although some of the soil samples came from dried aquatic habitats. Willoughby (1962a , 1962b ) reported differences between the species found in lakes and those usually found in soils, but many species have been reported from both aquatic habitats and soils.

Chytrids associated with discrete, countable substrata such as algae have been quantified for reviews see Masters (1976 ) and Powell (1993 ). In northern North America, conifers produce an annual shower of pollen, which falls in such abundance that yellow pollen lines surround lake shores. Ulken and Sparrow (1968 ) used a modification of the most probable number (MPN) method used by bacteriologists and found that the number of chytrid zoospores that attack pollen grains per liter of lake water peaked during the 2 weeks following the height of the pollen shower.

Endemism has not been known among chytrids and hyphochytrids however, recent molecular evidence (Morehouse et al. 2000) suggests that Batrachochytrium dendrobatidis, a chytridialean pathogen of amphibians, may have recently spread to several continents. Sparrow's experience with Michigan fungi allowed him to observe that several of the fungi he found in a bog in the Hawaiian Islands belong to the same species that occur in bogs in northern Michigan ( Sparrow 1965 ). Chytrid species with morphologies so distinctive as to preclude misidentification have been reported from different continents. The prevailing hypothesis is that chytrid species are distributed worldwide, with occurrence determined by local conditions rather than geography ( Sparrow 1968 ).


Résumé

For over 140 years, lichens have been regarded as a symbiosis between a single fungus, usually an ascomycete, and a photosynthesizing partner. Other fungi have long been known to occur as occasional parasites or endophytes, but the one lichen–one fungus paradigm has seldom been questioned. Here we show that many common lichens are composed of the known ascomycete, the photosynthesizing partner, and, unexpectedly, specific basidiomycete yeasts. These yeasts are embedded in the cortex, and their abundance correlates with previously unexplained variations in phenotype. Basidiomycete lineages maintain close associations with specific lichen species over large geographical distances and have been found on six continents. The structurally important lichen cortex, long treated as a zone of differentiated ascomycete cells, appears to consistently contain two unrelated fungi.

Video. Studies of gene activity have now revealed that many lichens are not a twosome but instead a threesome, with two fungi in the mix (Courtesy Science Magazine).


Of baobabs, bats and elephants - a relationship of epic proportions

This is not a garden example of a symbiotic relationship The mighty baobab begins with a fruit bat. The large white nocturnal flowers of the baobab attract large fruit eating bats that act as the baobab's pollinator. In exchange the baobab provides food and shelter for the bats.

The fruits encasing the fertilised seeds are then eaten by elephants and carried miles away. The gastric juices of the elephant weaken the shell of the seeds necessary for successful germination. The seed is then dumped, encased in its unique blend of potting soil, ripe for growing into the largest tree in the savannah. Both the elephant and baobab are keystone species and play important ecological roles in nature. Although it should be said when the pachyderms meet pachycauls the baobab comes off second best as elephant strip the tree to get water in times of drought.


Nutrition in Fungi (With Diagrams)| Botanique

The fungi utilise both organic compounds and inorganic materials as the source of their nutrient supply. In other words, organic and inorganic compounds constitute their food. No fungus is able to make any increase in its dry weight in the absence of organic food materials, why?

Lacking chlorophyll the fungi are unable to photosynthesize or use carbon dioxide to build up organic food materials. They are, thus heterotrophic for carbon (organic) food compounds which they in their natural habitats obtain by living as saprophytes or parasites from dead or living plants, animals or micro-organisms or their wastes.

Essential Elements:

The constituent elements of the organic and inorganic substances which fungi make use of are C, O, H, N, P, K, Mg, S, P, Mn, Cu, Mo, Fe and Zn. Calcium is required by some fungi but not all. These elements which fungi require as food are termed the essential elements. Some of these elements, the fungi need in extremely small trace amounts and the others in comparatively larger amounts.

The former are called the trace or micro elements and the latter macro elements. The fungal growth is adversely affected or the fungus fails to grow if any one of the essential elements is lacking in the culture medium. Examples of the macro elements are C, N, O, H, S, P, K and Mg. The macro elements are body builders and provide energy for metabolic processes.

Sources of Macro Elements:

The organic substances usually utilized by fungi are very varied in nature. Yeasts, for example, can use acetates as sources of carbon but for most fungi the chief sources of carbon are the carbohydrates. The carbohydrates are needed for building up the body and also as a source of energy. In a typical fungus, 50% of the dry weight is carbon of the carbohydrate source of carbon, most fungi use simple sugars.

Glucose, for instance, is suitable for almost all fungi. Next in preference are the fructose. Less commonly used are the hexose sugars and some pentoses. Xylose among the pentoses has been reported to be superior to glucose for some fungi. Mannitol is equivalent to glucose for many fungi. Maltose which occurs in nature as a byproduct of starch hydrolysis is utilized by many fungi. Sucrose is also a good source of carbon for some.

From among the polysaccharides, starch and cellulose are utilised by a fewer fungi which can synthesize the appropriate hydrolytic enzymes. Some fungi are able to make good growth on fats as the only source of carbon.

Organic acids are generally poorer sources of carbon for most fungi. Basidiomycetes include most of the lignin-utilizing fungi. Proteins, lipids some organic acids and higher alcohols are utilised by some fungi as a sole energy source’ Growth, however, is always better on a substance containing a suitable carbohydrate.

Besides carbon, fungi require nitrogen. To obtain nitrogen, they utilise both organic and inorganic materials as the source. The chief organic sources of nitrogen are protein, peptide or an amino acid certain groups of fungi show specializations in respect of certain nitrogen sources For example, the Saprolegniaceae and Blastocladiales include a number of species which grow only with organic nitrogen such as amino acid.

In nature, fungi decompose proteins and other materials to obtain their supply of nitrogen. In pure cultures amino acids, peptides, or peptones gelatin, casein and egg albumin can serve as sources of organic nitrogen for building up protoplasm. Urea is also considered as a utilisable nitrogen source for some fungi.

Many fungi, however, obtain nitrogen from inorganic sources. A number of fungi are known which use both nitrate and ammonium salts. Robbin (1939) and Lindberg (1944) reported that Absidia sp., Mucor hiemalis, Lenzites trabea and Marasmius sp. use ammonia but are incapable of utilizing nitrate salts. Fewer fungi are able to utilize nitrate salts.

Nitrites can be toxic. Organic sources of nitrogen can also serve as sources of carbon. There is not much evidence to support nitrogen fixation in saprophytic fungi. Metcalfe and Chayen (1954) reported that soil inhabiting Rhodotorula and yeast-like Pullularia pullans fix atmospheric nitrogen. It is certain however that nitrogen fixation is not a widespread ability in fungi.

Hydrogen and oxygen are supplied in the form of water which is the major constituent of fungus mycelium forming about 85-90% of the entire weight.

The chief among the inorganic nutrients which the fungi require in fairly large amounts for their mineral nutrition are sulphur, phosphorus, potassium and macronutrients the fungi obtain from simple inorganic salts or sources such as suIphates for sulphur, and phosphates for phosphorus.

These must be supplied in any culture medium. Calcium is not known to be needed by the fungi in general. Some, however, require it as a micronutrient. Some fungi are reported to require only minute traces of iron, zinc, copper, manganese and cobalt and molybdenum.

These trace elements or micronutrients are considered essential of growth. The form in which the major and the minor metallic element requirements are utilised is the anion. Fungi store excess food in the form of glycogen or lipids.

The fungi like all other organisms require minute amounts of specific, relatively complex organic compounds for growth. These are the vitamins or growth factors. Many fungi synthesize their own supply of appropriate growth factors from a simple nutrient solution of defined composition. Such fungi are thus autotrophic for vitamins and are called need no exogenous supply.

There are others which depend in whole or in part on an external source because they are unable to synthesize one or more of the essential growth substances. The fungi heterotophic for their needs of growth factors are termed auxo-trophic. There are marked difference between the vitamin demands of the different species of a genus or even the strains of a single species.

The important fungal vitamins, which may function in enzyme systems include thiamine (B1), biotin, pyredoxine (B6) and riboflavin (B2). A few fungi also need nicotinic acid and pantothenic acid. The vast majority, however, require thiamine (B1). The growth factors are catalytic in their actions.

To sum up, the basic nutritional needs of fungi are:

(i) A suitable organic compound as a source of carbon and energy.

(ii) A suitable source of nitrogen.

(iii) Inorganic ions of sulphur, phosphorus, potassium and magnesium in significant amounts.

(iv) Inorganic ions of iron, zinc, copper, manganese and molybdenum only in minute traces,

(v) Certain vitamins or organic growth factors in trace amounts.

Besides the nutritional requirements listed above the growth of fungi is habitat factors such as temperature, oxygen supply, moisture, pH value and by-products of metabolism.

Modes of Nutrition:

The fungi lack chlorophyll. They are, therefore, unable to synthesize carbohydrate food from inorganic materials and get it readymade from themselves. These heteromorphs according to their method of obtaining food are divided into two categories, namely, the saprophytes or saprobes and parasites.

The organic nutrients directly through the cell membrane from the substratum which abounds in dead organic matter of both animal and plant origin. The saprophytes cannot ingest solid food. Yeast and molds are the common examples of saprophytic fungi.

The parasite lives in or the Living body of a plant or animal and absorbs organic molecules as nutrients through the cell walls from the tissues of the host. Rusts and smuts are the common parasites.

Mechanism of Nutrition (Fig. 1.15):

The whole mycelium may have the power to absorb these nutrients or this task may be assigned to special portions of the mycelium. In saprophytic fungi the hyphae (Mucor mucedo) or rhizodial hyphae (Rhizopus stolonifer) come in intimate contact with nutrients in the substratum (A) and absorb soluble smaller molecules such sugars and amino acids.

Insoluble complex substances such as proteins, lipids and Poly are first broken into soluble monomeres (digested) by secreting extra-cellular enzymes and then absorbed.

The fungal hyphae secrete enzymes which convert insoluble complex food materials in the substratum to soluble ones. The latter are then absorbed by direct diffusion either through the hyphal walls of the hyphae that penetrate the substratum or by the rhizoidal hyphae.

The mycelium of the parasites is rarely ectophytic but frequently it grows inside the host. The hyphae either ramify in the intercellular space between the host cells (D) or penetrate into the host cells (G). The former are called intercellular hyphae and the latter intracellular hyphae.

The intercellular hyphae obtain nutrition through the cell walls or membranes of the host cells. This they do by secreting an enzyme upon the plasma membrane of the host cell.

It makes the membrane more permeable to the contained solutes. The latter diffuse out and are absorbed by the hyphal walls. The hyphal walls of the intracellular hyphae come in direct contact with the host protoplasm (G) and obtain food by direct diffusion.

The intercellular hyphae of some highly specialised (obligate) plant parasites give out slender lateral outgrowths. The hyphal outgrowth punctures the host cell wall making a minute pore through which it enters the host cell. Within the host cell, it enlarges to form a globose (D), lobed (B), or branched (F) absorptive organ.

This type of feeding organ of the parasitic fungi is called a haustorium. It is markedly specialised in structure to absorb nutrition from the host tissues. The haustonum is intracellular and thus robs the host of its food without killing it. Haustoria are characteristic of obligate parasites.

They vary in shape and size in different fungi. In Albugo the haustorium is a button-like (D) or spherical structure. Peronospora parasitica has sac-like haustoria (E) in the leaf cells of Capsella. Peronospora calotheca produces branched filamentous haustorium in the stem cells of Galium (F). Erysiphe graminis forms an elongated branched haustorium inside the host cell (B).

Each haustorium (Fig. 1.16) usually consists of two parts, a constricted region which is in the form of a narrow penetration tube and the expanded or branched region on the host cell. The penetration tube is usually clasped by a ‘collar’ of host wall material. The enlarged or expanded region of the haustorium causes Invagination of the cytoplasmic membrane of the host cell.

The latter remains closely appressed to the wall of the haustorium. There is a zone of apposition enclosing the haustorium between the fungal wall and the unbroken cytoplasmic membrane of the host. Its origin is in dispute.

The secretion from the haustorium upon the plasma membrane of the host makes it permeable to solutes contained in the sap cavity. They diffuse out and are then absorbed by the haustorium parastic fungi do not produce haustoria in artificial cultures. The haustona are also not produced by fungi which live as parasites on animals.

The fungi, as mentioned above, are unable to synthesize sugars from carbon dioxide and water. They, however, can synthesize from soluble sugars the more complex carbohydrates which I the chief components of their cell walls.

They are also able to synthesize proteins and eventually protoplasm if supplied with carbohydrates and simple nitrogen compounds such as ammonium salts. Besides ammonium salts, they can absorb and utilize many complex but soluble organic nitrogenous compounds.

Many fungi obtain nutrition by living in mutually beneficial associations with other p ants. The Association is not causal but permanent and is established during long process of evolution. The two best known examples of mutualisitc associations of fungi with other plants are Symbiosis and Mycorrhiza.

The common example of symbiosis is an association of a fungus and an alga in a lichen thallus. The two organisms in this association are so intertwined as to form a single composite thallus plant which different from either of the partners in form and habit.

The duty of alga in this partnership is to synthesize food with the help of green chloroplasts and share it with its fungal partner. The fungus absorbs minerals in solution and water from the substratum and press on to the alga. The fungal hyphae which form the bulk of the lichen thallus provide shelter to the alga, in addition.

(b) Mycorrhiza. (pl. Mycorrhizae or mycorrhizas):

It is defined as the symbiotic association between the hypha of certain fungi and roots of plants.

The fungal hyphae in this case form a complete envelope around the root tip and also penetrate and extend into the first few cortical layers to form an intercellular network of hyphae known as the Hartignet.

The hyphal strands that extend into the substrate from the envelope absorb water and nutrients from the soil and pass them on to the roots of the plant through the Hartig’s net. The presence of the fungus thus increases root absorption. In return the fungus receives food and shelter.

The fungal hyphae, in this case, penetrate root hairs, epidermis and reach the cortex where they grow intracellularly forming fungal knots in the cortical cells. A portion of the mycelium lives in the soil but it forms no dense hyphal growth (envelope on the surface of the root).

(iii) Ectoendomycorrhiza:

It is a combination of the two. The fungal hyphae form a sheath at the surface of the root. Within the root, they grow intercellularly and intracellulary.


Voir la vidéo: Sienten tunnistusta (Août 2022).