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Quand se produit la synthèse des histones en relation avec la réplication de l'ADN ?

Quand se produit la synthèse des histones en relation avec la réplication de l'ADN ?



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Les histones doivent-elles être synthétisées avant que l'ADN ne soit répliqué pour permettre à l'ADN de s'enrouler autour des histones ?


Oui, ils doivent le faire. Mais ce n'est que la moitié de l'histoire.

Les histones (canoniques) qui sont utilisées dans la réplication de l'ADN sont synthétisées au début de la phase S, puis transportées dans le noyau. Des études ont montré que l'ADN nouvellement synthétisé est immédiatement emballé dans les nucléosomes. Ainsi, il est nécessaire que ces structures soient disponibles avant (ou au moins juste à temps avec) la réplication.

Cependant, il existe différents modèles sur la façon dont les histones sont insérées dans le nouvel ADN. Un modèle suppose que les anciens et les nouveaux nucléosomes sont tous deux incorporés dans l'ADN nouvellement synthétisé après la fourche de réplication. D'autres adoptent une approche semi-conservatrice où les anciennes histones sont désassemblées en leurs sous-unités, puis mélangées avec les nouvelles synthétisées. Par exemple, il existe un modèle qui propose que les dimères parentaux H2A/H2B et H3/H4 se dissocient, tandis qu'un autre suppose également une dissociation des dimères H3/H4.

Chiffre: Modèles de synthèse de nucléosomes pour la réplication de l'ADN

Les références

une Angélique Galvani et Christophe Thiriet (2013). Réplication - ADN dans l'environnement de la chromatine réfractaire, Les mécanismes de réplication de l'ADN, Dr David Stuart (éd.), InTech, DOI: 10.5772/52656. Disponible sur : https://www.intechopen.com/books/the-mechanisms-of-dna-replication/replicating-dna-in-the-refractory-chromatin-environment


Dans Biologie moléculaire de la cellule (chapitre 4), il est écrit que

Les histones majeures sont synthétisées principalement pendant la phase S du cycle cellulaire et assemblées en nucléosomes sur les hélices d'ADN filles juste derrière la fourche de réplication (voir Figure 5-32). En revanche, la plupart des variants d'histones sont synthétisés tout au long de l'interphase. Ils sont souvent insérés dans la chromatine déjà formée, ce qui nécessite un processus d'échange d'histones catalysé par les complexes de remodelage de la chromatine dépendant de l'ATP discutés précédemment.


Étapes et processus de réplication de l'ADN

L'ADN est le matériel génétique qui définit chaque cellule. Avant qu'une cellule ne se duplique et ne soit divisée en de nouvelles cellules filles par mitose ou méiose, les biomolécules et les organites doivent être copiés pour être distribués entre les cellules. L'ADN, présent dans le noyau, doit être répliqué afin de garantir que chaque nouvelle cellule reçoive le nombre correct de chromosomes. Le processus de duplication de l'ADN est appelé Réplication de l'ADN. La réplication suit plusieurs étapes qui impliquent plusieurs protéines appelées enzymes de réplication et ARN. Dans les cellules eucaryotes, telles que les cellules animales et les cellules végétales, la réplication de l'ADN se produit dans la phase S de l'interphase au cours du cycle cellulaire. Le processus de réplication de l'ADN est vital pour la croissance, la réparation et la reproduction des cellules dans les organismes.

Points clés à retenir

  • L'acide désoxyribonucléique, communément appelé ADN, est un acide nucléique qui a trois composants principaux : un sucre désoxyribose, un phosphate et une base azotée.
  • Étant donné que l'ADN contient le matériel génétique d'un organisme, il est important qu'il soit copié lorsqu'une cellule se divise en cellules filles. Le processus qui copie l'ADN est appelé réplication.
  • La réplication implique la production d'hélices d'ADN identiques à partir d'une molécule d'ADN double brin.
  • Les enzymes sont essentielles à la réplication de l'ADN car elles catalysent des étapes très importantes du processus.
  • Le processus global de réplication de l'ADN est extrêmement important à la fois pour la croissance cellulaire et la reproduction dans les organismes. Il est également vital dans le processus de réparation cellulaire.

Métabolisme de l'ADN : synthèse, réplication et dégradation

une. L'initiation de la synthèse d'ADN nécessite un amorçage par une courte longueur d'ARN (10-200 nucléotides de long).

b. Ce processus d'amorçage implique l'attaque nucléophile par le groupe 3-hydroxyle de l'amorce d'ARN sur le -phosphate du désoxynucléoside triphosphate avec séparation du pyrophosphate.

c. Le groupe 3-hydroxyle du désoxyribonucléoside monophosphate récemment détaché est alors libre d'effectuer une attaque nucléophile sur le désoxyribonucléoside triphosphate entrant suivant sur sa fraction α-phosphate avec le pyrophosphate qui se sépare.

ré. La sélection du désoxyribonucléotide approprié dépend de l'appariement approprié avec l'autre brin (modèle) de la molécule d'ADN.

e. Le modèle dicte dans quel dNTP est complémentaire et le maintient par liaison hydro­gen.

F. La polymérisation des désoxyribonucléotides a lieu par un tel procédé dans une phase discontinue d'environ 100 nucléotides de longueur.

g. Ce brin d'ADN nouvellement synthétisé attaché à l'amorce d'ARN est appelé fragments d'okazaki.

h. Lorsque de nombreux fragments d'okazaki sont générés, le complexe de réplication commence à éliminer les amorces d'ARN par l'ADN polymère et la shyase I et les lacunes laissées par leur élimination sont comblées par un désoxynucléotide apparié correctement. L'enzyme ADN ligase scelle les fragments d'ADN nouvellement synthétisé.

2. Réplication de l'ADN:

une. En raison du déroulement de la double hélice d'ADN, chaque brin agit comme une matrice pour la formation d'un nouveau brin. Ce processus est appelé réplication.

b. Types de réplication :

(i) Réplication conservatrice :

Le brin paren­tal n'est jamais complètement séparé. Ainsi, après un cycle de réplication, un duplex fille ne contient que des brins parentaux et l'autre uniquement des brins filles.

(ii) Réplication semi-conservatrice :

Le processus de déroulement des molécules filles à double hélice, dont chacune est composée d'un brin parental et d'un brin nouvellement synthétisé formé à partir du brin complémentaire, appelé rep­lication semi-conservatrice.

b. Processus de réplication :

(i) Initiation de la réplication de l'ADN :

(1) La réplication commence à un point d'initialisation spécifique et il s'agit d'une séquence unique de bases appelée Ori.

(2) Dans Ori, il existe deux séries de répétitions courtes telles que trois répétitions d'une séquence de 13 paires de bases et quatre répétitions d'une séquence de 9 paires de bases.

(3) Dans le processus d'initiation, environ 20 molécules de protéine d'ADN A chacune avec un ATP lié, se lient aux quatre répétitions de la séquence de 9 paires de bases, l'ADN est enroulé autour du complexe (initial).

(4) Avec l'aide de l'ATP et de la protéine de type histone HU, les trois ré­peats de 13 paires de bases sont dénaturés pour donner un com­plex ouvert.

(5) Avec l'aide de la protéine d'ADN C, la protéine d'ADN B d'ATP se lie au complexe ouvert pour former un complexe de préparation. En conséquence, le déroulement de l'ADN se produit et la réplication d'amorçage commence.

Dans le processus d'élongation de la réplication, deux opérations ont lieu, telles que la synthèse des brins principaux et la synthèse des brins retardés.

(1) Synthèse des brins principaux :

(a) La synthèse du brin principal commence par la synthèse d'une amorce d'ARN (10 à 60 nucléotides) par la protéine Dna G à l'origine de réplication.

(b) Des désoxyribonucléotides sont ensuite ajoutés à cette amorce par l'ADN polymérase III (elle suit le rythme de la fourche de réplication).

(c) Les molécules SSB aident à stabiliser le brin séparé.

(d) Les hélicases séparent les deux brins d'ADN à la fourche.

(e) La topoisomérase II (ADN gyrase) agit pour soulager le stress généré par les hélicases.

(f) Ce brin principal est répliqué de manière continue dans la direction 5′ à 3′.

(2) Synthèse des brins en retard :

(a) Le brin retardé est répliqué de manière discontinue et doit être réalisé en fragments courts (fragments d'okazaki) synthétisés dans le sens opposé au mouvement de la fourche.

(b) Synthèse de fragments d'okazaki :

Le complexe multiprotéique primo-some se déplace dans la même direction que la fourche de réplication.

Par intervalles, la protéine Dna G synthétise une amorce d'ARN pour un nouveau fragment d'okazaki. La synthèse se déroule dans le sens opposé au mouvement de la fourche. Chaque amorce est prolongée par l'ADN polymérase III.

(c) Lorsque le nouveau fragment d'okazaki est terminé, l'amorce d'ARN est déplacée par l'ADN polymérase I. L'entaille restante (une liaison phosphodiester rompue pour laisser un phosphate libre 3 & 8242 et 5 & 8242) est scellée par l'ADN ligase.

On sait très peu de choses sur ce processus, on suppose que l'ADN topoisomérase IV semble être nécessaire pour la séparation finale des deux molécules d'ADN circulaires terminées.

3. Dégradation de l'ADN:

Les dommages à l'ADN peuvent être classés sous 4 formes :

(a) Modification de base unique :

Le seul dommage de base comprend l'hydratation du résidu cytosine par irradiation ultraviolette.

(b) Modification à deux bases :

Les deux dommages de base comprennent la formation de dimère thymine-thymine via une fraction cyclobutane.

Des ruptures de chaîne peuvent être créées par une irradiation telle que l'exposition aux rayons X.

Les agents de réticulation qui relient les bases des brins opposés induisent également des altérations de 2 bases. Des liens croisés peuvent également se produire entre la molécule d'ADN et les histones.

4. Le complexe d'ADN polymérase:

une. Les différentes molécules d'ADN polymérase s'engagent dans la réplication de l'ADN.

Ceux-ci sont impliqués dans trois propriétés importantes :

b. L'allongement de la chaîne montre la vitesse à laquelle la polymérisation se produit. La processivité est une expression du nombre de nucléotides ajoutés à la chaîne naissante avant que la polymérase ne se désengage de la matrice. La fonction de relecture identifie les erreurs de copie et les corrige.

c. InE. Coli, la polymérase 111 (Pol 111) fonctionne à la fourche de réplication. Il catalyse le taux d'allongement de chaîne le plus élevé et est le plus processif. Il est capable de polymériser 0,5 Mb d'ADN pendant un cycle sur le brin de tête. C'est le produit du gène de l'ADN E dans E. Coli.

ré. La polymérase 11 (Pol 11) est principalement concernée par la relecture et la réparation de l'ADN.

e. La polymérase 1 (Pol 1) complète la synthèse de chaîne entre les fragments d'okazaki sur le brin retardé.

F. Dans les cellules de mammifères, la polymérase est capable de polymériser environ 100 nucléotides par seconde. Ce taux réduit est le résultat d'interférences par les nucléosomes.

5. Les enzymes réparent l'ADN endommagé:

une. Il a été conclu que les espèces survivantes ont les mécanismes pour réparer les dommages à l'ADN causés par des erreurs de réplication ou des agressions environnementales.

b. La réplication dépend de la paire spécifique de bases nucléotidiques. Un appariement correct dépend de la présence de tautomères préférés des nucléotides puriques et pyrimidiques. L'appariement de bases approprié peut être assuré en surveillant l'appariement de bases deux fois.

Une telle double surveillance se produit dans les systèmes bactériens et mammifères. Cette double surveillance ne produit pas d'erreurs de mauvais appariement dues à la présence des tautomères défavorisés.

c. Les erreurs de réplication conduisent à l'accumulation de mutations.

ré. Les dommages à l'ADN sont remplacés par la réparation des mésappariements, la réparation par excision des bases, la réparation par excision des nucléotides et la réparation des cassures double brin. Le défectueux dans un brin peut être ramené à sa forme d'origine en s'appuyant sur les informations complémentaires stockées dans le brin non affecté.

Certaines enzymes de réparation sont multifonctionnelles:

je. Certaines enzymes de réparation sont des composants du grand complexe TF11H qui joue un rôle central dans la transcription des gènes. Un autre composant de TF11H est impliqué dans la régulation du cycle cellulaire. Certaines enzymes de réparation sont impliquées dans le réarrangement des gènes qui se produit normalement.

ii. Chez les patients atteints d'ataxie-télangiectasie, une maladie autosomique récessive chez l'homme, il existe une sensibilité accrue aux dommages causés par les rayons X. Les patients atteints d'anémie de Fanconi ont une réparation défectueuse des dommages liés à la réticulation et à la peur.

iii. Tous ces syndromes cliniques sont associés à une fréquence accrue de cancer.


Introduction

L'ADN cellulaire est constamment altéré par des facteurs endogènes et exogènes, ce qui entraîne des dizaines de milliers de lésions dans une cellule humaine chaque jour (Lindahl, 1993). Ces dommages peuvent être classés en deux types selon leur taille : l'ADN non volumineux et l'ADN volumineux. Les lésions d'ADN non volumineuses comprennent les mésappariements de bases, les sites abasiques et les petites modifications de bases, qui sont généralement réparées par réparation des mésappariements (MMR), réparation par excision de bases (BER), réparation par incision de nucléotides (NIR), réparation par inversion directe (DRR), et la synthèse d'ADN par translésion (TLS) (Gros et al., 2004 Fortini et Dogliotti, 2007 Sharma et al., 2013 Yi et He, 2013 Ignatov et al., 2017). Les lésions volumineuses de l'ADN comprennent, entre autres types de dommages : les cassures double brin, les liaisons croisées ADN-protéine (DPC) et les liaisons croisées d'ADN intra et interbrin. La complexité structurelle de certaines lésions volumineuses de l'ADN nécessite l'utilisation de plusieurs voies de réparation de l'ADN agissant de manière coordonnée, notamment la recombinaison homologue (HR), la jonction d'extrémité d'ADN non homologue (NHEJ), la réparation par excision de nucléotides (NER), TLS et BER Système de signalisation de l'anémie de Fanconi (AF) et machinerie protéolytique complexe (Ishchenko et al., 2006 Ho et Schärer, 2010 Duxin et al., 2014 Tretyakova et al., 2015 Martin et al., 2017). Les lésions d'ADN non volumineuses provoquent des perturbations de l'ADN limitées et locales, tandis que les lésions volumineuses induisent des distorsions importantes dans la structure globale de l'hélice d'ADN (Ide et al., 2011). Les liaisons croisées ADN-protéine (DPC) se forment lorsqu'une protéine se lie de manière covalente à l'ADN (Tretyakova et al., 2015). Ils sont difficiles à réparer en raison de leur caractère super volumineux par rapport aux lésions d'ADN volumineuses et déformant l'hélice, telles que les dimères de pyrimidine induits par les UV. Ces adduits super volumineux peuvent être générés par l'exposition des cellules à des agents de réticulation endogènes et exogènes (Stingele et al., 2017 Zhang et al., 2020). La présence de protéines liées de manière covalente à l'ADN interfère fortement avec la réplication, la transcription, la réparation et le remodelage de la chromatine de l'ADN (Kuo et al., 2007 Klages-Mundt et Li, 2017 Yudkina et al., 2018 Ji et al., 2019). Les DPC peuvent être classés en cinq types, selon la nature du lien covalent dans le complexe ADN-protéine et la présence de cassures de brins d'ADN (Ide et al., 2015, 2018 Nakano et al., 2017). Le type 1, le type le plus courant de DPC, se forme lorsque des protéines se lient de manière covalente à une base azotée dans un ADN non perturbé. Les liaisons croisées de type 2-4 se produisent lorsque des enzymes de clivage de l'ADN sont piégées dans un intermédiaire covalent avec un brin d'ADN (Ide et al., 2015, 2018 Nakano et al., 2017). Le type 2 se forme lorsque des ADN glycosylases bifonctionnelles et des enzymes de réparation contenant une activité β-lyase telles que l'ADN polymérase β et Parp1 se lient de manière irréversible à un site apurinique/apyrimidinique (AP) clivé (Ide et al., 2015, 2018 Nakano et al., 2017). Le type 3 est généré lors du clivage abortif du brin d'ADN par la topoisomérase 1 (Top1) et de la formation d'une liaison covalente tyrosinyl–phosphodiester entre la protéine et le fragment phosphate d'ADN 3′-terminal de la SSB (Ide et al., 2015, 2018 Nakano et al., 2017). L'action abortive de la topoisomérase 2 (Top2) génère un DPC de type 4, dans lequel la tyrosine est liée aux phosphates 5′-terminaux des cassures double brin (DSB) (Ide et al., 2015, 2018 Nakano et al., 2017 ). Récemment, un nouveau type de DPC a émergé après la découverte de HMCES, une protéine de liaison à la 5-hydroxyméthylcytosine (5hmC) qui peut reconnaître les sites abasiques dans l'ADN simple brin (ssDNA) et former une réticulation covalente ssDNA-HMCES pour empêcher la synthèse de translésion sujette aux erreurs. après la lésion (Mohni et al., 2019). En raison des différences de structure et de composition entre ces cinq groupes, chaque type de DPC est traité par un mécanisme de réparation distinct. Il semble difficile d'éliminer les DPC de type 1 super volumineux dans les voies canoniques de réparation par excision d'ADN linéaire car la présence d'une molécule de protéine bloque l'accès à l'ADN. Néanmoins, des études récentes ont révélé que la réparation par excision de nucléotides (NER) et la recombinaison homologue (HR) peuvent éliminer certains types de DPC d'une manière dépendante de la nucléase (Zhang et al., 2020). Cependant, il n'est toujours pas clair si ces voies de réparation pourraient traiter d'autres types de DPC. Stingele et al. (2017) ont proposé que chaque constituant de la DPC : ADN, protéine et la liaison covalente entre eux pourrait être traité par trois mécanismes de réparation différents. Un article récent de Kühbacher et Duxin (2020) fournit un examen complet de la formation et de la réparation des DPC. Dans cette revue, nous résumons les connaissances actuelles concernant les mécanismes de réparation impliqués dans l'élimination des DHC induites par divers agents génotoxiques. La réticulation covalente à l'ADN se produit plus souvent avec les protéines de liaison à l'ADN, telles que les histones, les facteurs de transcription et les enzymes métabolisant l'ADN, y compris les facteurs de réparation et les topoisomérases (Klages-Mundt et Li, 2017). Dans le noyau cellulaire, les histones sont assemblées en un octamère formant le noyau du nucléosome avec 147 pb d'ADN enroulé autour et étroitement lié à celui-ci (Luger et al., 1997, 2012). Cette structure de base de la chromatine fait des histones les cibles principales des agents de réticulation de l'ADN, conduisant à la formation de liaisons croisées ADN-histones (DHC) (Solomon et Varshavsky, 1985). Actuellement, les mécanismes de réparation contrecarrant les DHC générés par divers facteurs ne font que commencer à s'effilocher.

Liens croisés ADN-histones (DHC)

L'ADN nucléosomique est conditionné en unités compactes appelées chromosomes, dans lesquelles les particules nucléosomales centrales sont reliées par des tronçons d'ADN de liaison jusqu'à 80 pb de longueur. Une particule de noyau de nucléosome (NCP) est composée de deux copies chacune des histones H2A, H2B, H3 et H4. Le poids moléculaire des histones individuelles varie de 11 à 22 KDa, tandis que le poids moléculaire de l'octamère d'histone dans le NCP est de 210 KDa (Eickbush et Moudrianakis, 1978 Luger et al., 1997). La stabilité du nucléosome repose sur diverses interactions protéine-protéine, et de nombreuses liaisons électrostatiques et hydrogène non covalentes entre les histones et le duplex d'ADN (Luger et al., 1997, 2012 Davey et al., 2002 Rohs et al., 2009 ). La structure primaire de la chromatine peut être décrite comme une organisation en perles sur une chaîne de nucléosomes individuels, qui peuvent être ensuite repliés en structures secondaires et tertiaires compactes, à l'aide de variantes d'histones présentes dans certains nucléosomes et de modifications post-traductionnelles ( PTM) situées dans des queues d'histones désordonnées (Woodcock et Dimitrov, 2001 Luger et al., 2012). Le repliement de la chromatine en structures primaires, secondaires et tertiaires est crucial pour réguler l'accessibilité de l'ADN à la machinerie multiprotéique complexe impliquée dans la réplication, la transcription et la réparation de l'ADN. Les interactions non covalentes entre l'ADN et les histones permettent à la dynamique de la chromatine de basculer entre les conformations fermées et ouvertes.Les DHC altèrent la flexibilité de la chromatine, ce qui peut par la suite affecter les interactions à longue distance dans la chromatine qui perturberaient indirectement la réplication, la transcription et la réparation de l'ADN au sein d'un domaine d'association topologique (TAD) (Hinz et al., 2010 Todd et Lippard, 2010 Tretyakova et al. , 2015 Hauer et Gasser, 2017 Nakano et al., 2017). Les DHC appartiennent au type 1, une forme non enzymatique de DPC, dans laquelle une protéine est liée de manière covalente à un ADN non perturbé (Ide et al., 2011). Plusieurs études complètes décrivant les mécanismes de formation des DHC ont été publiées récemment (Ming et al., 2017 Shang et al., 2019 Yang et Greenberg, 2019), néanmoins, on ne sait pas s'il existe des mécanismes de réparation spécifiques pour l'élimination des DHC. . Dans cette revue, nous nous concentrons principalement sur les voies de réparation des DHC et décrivons brièvement leur formation.

Formation de DHC

Un complexe covalent hydrosoluble d'ADN et d'histones (H2A et H2B) a été identifié pour la première fois lors d'un test de réticulation UV (Smith, 1966 Sperling et Sperling, 1978). Avec cette découverte, il est devenu évident que l'irradiation UV peut induire des DHC en plus des dimères de pyrimidine bien connus. Il a ensuite été découvert que les aldéhydes exogènes et endogènes pouvaient également former des DHC dans les cellules (Lam et al., 1985 Kuykendall et Bogdanffy, 1992). Plus de 10 % des résidus d'acides aminés dans les histones sont des lysines, tandis que les aldéhydes réagissent préférentiellement avec les groupes ε-amino des chaînes latérales de la lysine avec la formation d'une base de Schiff, qui réagit en outre avec les groupes amino exocycliques de la guanine, de l'adénine, et des bases d'ADN de cytosine, créant une liaison méthylène. De nombreux agents de réticulation, tels que le chromate, les ions métalliques et le cisplatine (cis-diaminedichloroplatine-II), induisent également des DHC dans les cellules (Zhitkovich et Costa, 1992). Les composés du platine provoquent non seulement des liaisons croisées ADN-ADN, mais également des complexes ADN-protéine liés de manière covalente. Dans le cas des histones (figure 1A), ces composés réticulent les groupes ε-amino des lysines et les atomes N 7 des guanosines (Tretyakova et al., 2015 Ming et al., 2017). Des liaisons croisées entre l'ADN et les résidus de méthionine ont également été observées dans une structure aux rayons X de nucléosomes traités avec des composés du platine (Wu et al., 2008). L'exposition du nucléosome purifié à des agents alkylants bifonctionnels (par exemple, les moutardes à l'azote) réticule également les histones aux guanosines dans l'ADN (Shang et al., 2019), cependant, ces types de réticulations dans les cellules sont beaucoup moins abondants que l'ADN croisé. -liens avec les cystéines et les histidines de protéines non histones (Loeber et al., 2009).

Figure 1. Mécanismes de formation des liaisons croisées histone-ADN. (UNE) Mécanismes de réaction des agents de réticulation de l'ADN. (B) Reticulation directe des histones aux bases d'ADN modifiées. (C) Le site abasique a médié la réticulation des histones à l'ADN. PCN-NH2: N-amine terminale (Lysine) des histones dans le noyau du nucléosome.

Les histones peuvent également réagir directement avec la 5-formylcytosine, une base d'ADN modifiée naturelle, et la 8-oxoguanine, un produit majeur des dommages oxydatifs de l'ADN. Les groupes amino de la lysine réagissent avec la 5-formylcytosine (figure 1B), avec la formation d'une base de Schiff réversible (Li et al., 2017 Raiber et al., 2018). La réaction des chaînes latérales de la lysine avec la 8-oxoguanosine a produit un adduit protéique stable de spiroiminodihydantoïne (Sp) réticulé (Xu et al., 2008).

Enfin, la majorité des DHC sont produites par une réaction entre les histones lysines et une forme aldéhyde du 2′-désoxyribose sur les sites apuriniques/apyrimidiniques (AP) (figure 1C) qui sont soit directement formés lors des dommages, soit générés lors de l'excision des dommages bases dans la voie de réparation par excision des bases (Solomon et Varshavsky, 1985 Sczepanski et al., 2010). La base de Schiff résultante subit souvent une élimination de rupture de brin, suivie d'une inversion d'une réticulation histone-ADN. Étant donné que l'histone émerge inchangée de la réaction, l'ensemble du processus est parfois appelé clivage de brin catalysé par les histones sur les sites AP (Ren et al., 2019). Il est à noter que les PTM des histones et l'état de la chromatine pourraient avoir un impact significatif sur la formation de DHC aux sites abasiques et avec les bases d'ADN (Sczepanski et al., 2010 Bowman et Poirier, 2015).

Mécanismes de réparation du DHC

Bien que les DPC, en particulier les DHC, se produisent souvent dans les cellules et présentent une menace constante pour la stabilité du génome, il est présumé qu'à l'exception des tyrosyl-ADN phosphodiestérases, il n'existe pas de voie de réparation de l'ADN spécialisée dédiée à relever ces défis super volumineux. Au lieu de cela, la cellule utilise plusieurs mécanismes distincts de réparation de l'ADN et de dégradation des protéines pour cibler l'ADN réticulé et les composants protéines/histones dans un DPC/DHC donné. La protéine liée de manière covalente a pu être détectée et dégradée en un petit peptide par la machinerie protéolytique cellulaire, telle que les protéases spécialisées SPRTN/Wss1, Ddi1 et GCNA1, ou par le protéasome, un complexe de protéase multi-sous-unité dépendant de l'ATP, tandis que l'ADN endommagé composant est détecté et réparé dans les voies NER, BER, HR, NHEJ et FA.

Protéolyse dépendante du protéasome des histones réticulées à l'ADN

La protéolyse médiée par le protéasome est la principale voie de dégradation des protéines endommagées dans une cellule. Un protéasome 26S est constitué d'une particule centrale 20S cylindrique et d'une ou deux particules régulatrices 19S (Ciechanover, 1998 Lecker et al., 2006). Bien que le noyau 20S puisse se lier à différentes particules régulatrices, seule la particule 19S confère la capacité de dégrader les protéines ubiquitylées (Coux et al., 1996 Adams, 2004 Stadtmueller et Hill, 2011). Considérant le rôle vital du protéasome dans la dégradation des protéines endommagées, l'implication du protéasome et de l'ubiquitine dans la protéolyse des DHC ou des DPC reste un sujet de débat. Inhibition du protéasome dans Xénope les extraits d'œufs n'ont pas stabilisé les DPC (Nakano et al., 2007 Duxin et al., 2014). Cependant, de nombreuses études sur la réparation des DPC dans les cellules de mammifères suggèrent une participation du protéasome (Adams, 2004 Baker et al., 2007 Zecevic et al., 2010 Larsen et al., 2019). L'implication du protéasome dans l'élimination des DHC a fait surface pour la première fois dans les recherches de Quievryn et Zhitkovich (2000), qui ont découvert que les inhibiteurs du protéasome empêchent l'élimination des DHC et sensibilisent les cellules humaines à des niveaux inférieurs de formaldéhyde. Une étude en Xénope des extraits d'œufs ont révélé que les DPC sont ubiquitylées par l'ubiquitine ligase TRAIP E3 et sont ensuite dégradées par le protéasome (Duxin et al., 2014 Larsen et al., 2019). Cependant, une étude antérieure a clairement démontré que les DPC ne sont pas marquées par des chaînes de polyubiquitine, mais sont néanmoins soumises à une dégradation protéasomale par un mécanisme mal compris (Nakano et al., 2009). Le protéasome 26S peut dégrader les histones purifiées non ubiquitylées (Kisselev et al., 2006), soulevant la possibilité d'une dégradation protéasomale des histones endommagées non ubiquitylées dans les cellules. Quelques études ont démontré que pendant le stress de réplication induit par des agents génotoxiques, les histones sont hyperacétylées, puis spécifiquement dégradées de manière indépendante de l'ubiquitine par un complexe de protéasome 20S avec l'activateur de protéasome PA200, une particule régulatrice distincte (Qian et al., 2013 Mandemaker et al., 2018). Bien que ces études aient démontré que la dégradation indépendante de l'ubiquitine des histones acétylées atténue le stress de réplication, la fonction supplémentaire du protéasome PA200-20S dans la réparation des DHC ne peut être exclue. De plus, le PA200 a été détecté dans les mouchetures nucléaires et son rôle dans la réparation de l'ADN a été proposé (Ustrell et al., 2002). Ainsi, une compréhension plus détaillée du rôle du protéasome dans la réparation des DHC nécessite une enquête plus approfondie.

Le protéasome 20S est une particule creuse en forme de tonneau composée de 28 sous-unités non identiques disposées en quatre anneaux empilés. Les sites actifs sont séquestrés à l'intérieur d'une cavité interne séparée des complexes régulateurs 19S et PA200 par un canal fenêtré. Ce canal 13Å est trop étroit pour qu'une protéine repliée puisse y pénétrer (Löwe et al., 1995 Groll et al., 1997). Pour une dégradation complète d'une protéine réticulée d'ADN, le nucléotide d'ADN réticulé lui-même devrait entrer dans la chambre protéolytique, tirant un brin d'ADN à l'intérieur. Cependant, le composant ADN d'un DPC peut être trop volumineux pour entrer dans le canal. Par conséquent, le protéasome ne peut éliminer qu'une partie d'une protéine réticulée, convertissant la DHC en une réticulation ADN-peptide plus petite. Alternativement, les protéases traditionnelles, dans lesquelles un site actif est situé dans une fente à la surface de l'enzyme, pourraient être impliquées dans l'excision de la majeure partie de la chaîne polypeptidique non réticulée, qui peut ensuite être dégradée par l'une de ces protéases et par le protéasome.


Les archées ont généralement un seul chromosome circulaire, dont la taille peut atteindre 5 751 492 paires de bases dans Methanosarcina acetivorans, qui possède le plus grand génome archéen connu. Un dixième de cette taille est le minuscule génome de 490 885 paires de bases de Nanoarchaeum equitans, qui possède le plus petit génome archéen connu, on estime qu'il ne contient que 537 gènes codant pour des protéines. Des fragments d'ADN indépendants plus petits, appelés plasmides, se trouvent également dans les archées. Les plasmides peuvent être transférés entre les cellules par contact physique, dans un processus qui peut être similaire à la conjugaison bactérienne.

Chiffre: Archées: Amas d'halobactéries (archées)


Les histones déméthylases en tant qu'acteurs émergents dans la régulation de la réplication de l'ADN et de la division cellulaire

En plus des rôles centraux que jouent les histones lysine déméthylases dans la régulation des gènes, les décisions sur le destin cellulaire et la reprogrammation, il est récemment apparu que ces enzymes sont également impliquées dans les processus moléculaires fondamentaux qui sous-tendent la réplication de l'ADN, la dynamique du cycle cellulaire et la division cellulaire (Fig 3) .

Figure 3. La déméthylation des histones fait partie intégrante du cycle cellulaire

Origines de la formation et réplication de l'ADN

L'initiation de la réplication de l'ADN et la copie de l'information génétique est un processus hautement réglementé et contrôlé avec précision. L'établissement d'un environnement chromatinien correct est essentiel pour la formation correcte des origines de réplication et de la réplication elle-même 168 169 170 . Fait intéressant, des études récentes ont impliqué les histones déméthylases dans plusieurs aspects de la réplication de l'ADN. Par exemple, la déméthylase H3K4me3 KDM5C semble jouer un rôle important dans la formation d'origines et l'initiation de la réplication au niveau des gènes à réplication précoce activement transcrits 171 . Cela repose sur une expression élevée de KDM5C au début de la phase S où il fonctionne pour éliminer activement H3K4me3 des origines de réplication, favorisant la formation du complexe de pré-initiation et entraînant l'occupation de PCNA. En l'absence de KDM5C, ou de son activité déméthylase, H3K4me3 persiste sur ces sites et les premières origines ne parviennent pas à initier efficacement la réplication, conduisant à l'arrêt du cycle cellulaire 171 172 . On ne sait toujours pas exactement comment l'élimination de H3K4me3 est impliquée dans ce processus, cependant, plusieurs protéines à l'origine du complexe de réplication sont connues pour coder pour les domaines de lecture de la chromatine 173 . Peut-être que les composants de l'origine du complexe de réplication ou d'autres facteurs associés à la réplication sont sensibles à l'état de modification de H3K4.

Une fois la réplication initiée, le processus de réplication en cours est également régulé par l'activité des histones déméthylases. Les niveaux de la déméthylase H3K9me3 KDM4A/JMJD2A/JHDM3A sont élevés à la phase S, ce qui coïncide avec la perte de H3K9me3 et une augmentation de H3K9me1/2 au cours de la réplication 174 175 . H3K9me3 dans la chromatine est normalement lié par la protéine contenant le chromodomaine HP1γ, qui contribue à la formation de structures hétérochromatiques condensées 176 . Au cours de la phase S, l'activité de la déméthylase KDM4A contrecarre la liaison de HP1γ dans les régions hétérochromatiques, créant une chromatine plus accessible requise pour le passage de la machinerie de réplication de l'ADN 174 . Ce système semble être étroitement contrôlé tout au long du cycle cellulaire en régulant les niveaux de protéine KDM4A, ce qui est nécessaire pour une synchronisation précise de la réplication 83 174 . Des effets dépendants de KDM4A sur la réplication de l'ADN sont observés dans les cellules de mammifères et l'organisme modèle C. elegans, suggérant qu'il s'agit d' une fonction conservée au cours de l' évolution de l' enzyme 174 . Conformément au rôle de l'activité de KDM4A dans le contrôle de la réplication de l'ADN, la surexpression de KDM4A entraîne une instabilité génomique d'une manière dépendante de la déméthylase, en entraînant une réplication et un gain de copie spécifique au site dans les régions génomiques impliquées dans le cancer 177.

Alors que nous commençons à mieux comprendre la fonction des histones déméthylases, il semble probable qu'elles aient des fonctions plus répandues, conservées et même cooptées dans la régulation de la réplication de l'ADN. Ceci est corroboré par les observations de S. pombe démontrant que KDM1A et KDM1B contribuent à la pause programmée de la fourche de réplication qui favorise l'impression et la commutation de type d'accouplement 178 . Ensemble, ces observations suggèrent qu'il existe probablement un rôle sous-estimé des histones déméthylases dans la régulation des processus qui initient et régulent la réplication précise du génome.

Transitions du cycle cellulaire et organisation des chromosomes

Le contrôle de la synchronisation et de la dynamique du cycle cellulaire est essentiel pour une division cellulaire appropriée et des travaux récents ont démontré que les histones déméthylases jouent plusieurs rôles distincts dans le contrôle de la division cellulaire normale (Fig 3) 10 . Une manière spécifique d' y parvenir est leur capacité à réguler directement l' expression des gènes nécessaires à la progression normale du cycle cellulaire 72 81 179 180 181 182 . Ceci est illustré par la déméthylase KDM7B, qui se lie aux promoteurs de plusieurs régulateurs clés du cycle cellulaire, y compris les gènes cibles E2F1, et est nécessaire pour leur activation transcriptionnelle en éliminant les répressifs H3K9me1/2 et H4K20me1 179 . En accord avec ce rôle, les niveaux de protéine KDM7B et sa liaison à la chromatine sont fortement régulés au cours du cycle cellulaire et cela semble jouer un rôle important dans les transitions G1/S et G2/M 81 179 180 . De même, KDM1A régule positivement l'expression de MAD2 et BUBR1, qui font partie du complexe de point de contrôle mitotique et sont nécessaires pour une ségrégation chromosomique appropriée pendant la mitose 181 . La régulation transcriptionnelle par les histones déméthylases assure également la stabilité génomique pendant la division cellulaire 183 184 185 éventuellement en supprimant les modifications associées aux états de chromatine transcriptionnellement permissifs pendant la mitose 184 186 . Par exemple, KDM8/JMJD5 est impliqué dans la répression de la transcription dans les régions de répétition satellite non codantes, éventuellement par élimination de H3K36me2. En l'absence d'activité KDM8, une H3K36me élevée conduit à une formation de fuseau défectueuse et provoque une division cellulaire anormale et une instabilité génomique 184 . Cependant, le mécanisme par lequel KDM8 régule H3K36me reste controversé car d'autres études n'ont pas réussi à observer l'activité de l'histone déméthylase pour KDM8 et, à la place, suggèrent que KDM8 peut agir comme une protéine hydroxylase 187 188 189 .

Fait intéressant, pendant les transitions du cycle cellulaire, les histones déméthylases peuvent également fonctionner indépendamment de leurs effets sur la transcription des gènes. Lorsque les cellules entrent en prophase de mitose, elles doivent déposer H4K20me1 sur la chromatine afin de charger la Condensine II, un complexe protéique structurel nécessaire à la condensation chromosomique 179 190 . Comme KDM7B lié à la chromatine déméthylerait normalement H4K20me1, son élimination de la chromatine est nécessaire pour stabiliser H4K20me1 et favoriser cette transition. La cellule y parvient grâce à la phosphorylation CDK1/cycline B-dépendante de KDM7B, qui conduit ensuite à la dissociation de KDM7B de la chromatine en prophase 179 . Bien que cet engagement dynamique entre KDM7B et la chromatine corresponde à ses fonctions au cours du cycle cellulaire, d'autres histones déméthylases semblent favoriser la ségrégation chromosomique normale par le biais de mécanismes alternatifs. KDM4C/JMJD2C/JHDM3C reste associé aux chromosomes tout au long de la mitose et est proposé pour maintenir de faibles niveaux de H3K9me et réguler la ségrégation chromosomique 183 . Cependant, la suppression de KDM4C chez la souris ne semble pas affecter ouvertement le développement, la physiologie ou la reproduction, ce qui suggère que certains des effets observés dans la culture cellulaire peuvent ne pas refléter complètement une exigence essentielle. in vivo 191 . À l'avenir, une meilleure compréhension de la façon dont les histones déméthylases sont impliquées dans la progression du cycle cellulaire et la division cellulaire chez les animaux sera essentielle, étant donné qu'une mauvaise régulation de ces enzymes semble jouer un rôle dans la prolifération et la division cellulaire dans le cancer.


Une mutation ponctuelle est un échange d'une seule lettre - un échange de deux bases, l'adénine en cytosine, par exemple, à un seul endroit dans la molécule d'ADN. Étant donné que la séquence de lettres dans un gène détermine la séquence d'acides aminés dans la protéine qu'il code, une mutation ponctuelle peut modifier la séquence d'acides aminés de la protéine résultante. Parfois, un changement dans la séquence d'acides aminés de la protéine peut avoir des résultats spectaculaires. Par exemple, la drépanocytose survient lorsqu'une mutation ponctuelle dans le gène qui code pour la molécule d'hémoglobine entraîne une déformation des globules rouges.

Parfois, des erreurs de copie peuvent insérer ou supprimer des lettres supplémentaires du code génétique. Étant donné que ces insertions et suppressions, appelées indels, peuvent rendre la protéine produite par le gène beaucoup plus courte ou beaucoup plus longue, ces erreurs peuvent avoir un impact significatif. Les indels peuvent avoir un effet dramatique sur la structure et la fonction de la protéine. L'insertion ou la suppression d'une seule lettre peut parfois provoquer une mutation de décalage du cadre de lecture, dans laquelle toute la séquence d'acides aminés de la protéine résultante est modifiée.


Les références

Abbas, T., Keaton, M. A. & Dutta, A. Instabilité génomique dans le cancer. Harb de printemps froid. Apercevoir. Biol. 5, a012914 (2013).

Flach, J. et al. Le stress de réplication est un puissant moteur du déclin fonctionnel des cellules souches hématopoïétiques vieillissantes. La nature 512, 198–202 (2014).

Marahrens, Y. & Stillman, B. Une origine chromosomique de levure de réplication de l'ADN définie par de multiples éléments fonctionnels. Science 255, 817–823 (1992). Cet article définit le caractère multipartite d'un S. cerevisiae origine de réplication.

Leonard, A. C. & Méchali, M. Origines de la réplication de l'ADN. Harb de printemps froid. Apercevoir. Biol. 5, a010116 (2013).

Cayrou, C. et al. L'analyse à l'échelle du génome des origines de réplication des métazoaires révèle leur organisation en sites spécifiques mais flexibles définis par des caractéristiques conservées. Génome Res. 21, 1438–1449 (2011).

Friedman, K.L., Brewer, B.J. & Fangman, W.L. Profil de réplication de Saccharomyces cerevisiae chromosome VI. Gènes Cellules 2, 667–678 (1997).

Heichinger, C., Penkett, C. J., Bahler, J. & Nurse, P. Caractérisation à l'échelle du génome des origines de réplication de l'ADN de la levure de fission. EMBO J. 25, 5171–5179 (2006).

Méchali, M. Origines de réplication de l'ADN eucaryote : de nombreux choix pour des réponses adaptées. Nature Rév. Mol. Cell Biol. 11, 728–738 (2010).

Yeeles, J.T., Deegan, T. D., Janska, A., Early, A. & Diffley, J. F. Origine de réplication d'ADN eucaryote régulée tirant avec des protéines purifiées. La nature 519, 431–435 (2015). La première in vitro reconstitution d'une réplication d'ADN régulée à partir de S. cerevisiae protéines.

Masai, H., Matsumoto, S., You, Z., Yoshizawa-Sugata, N. & Oda, M. Réplication de l'ADN des chromosomes eucaryotes : où, quand et comment ? Annu. Rév. Biochem. 79, 89–130 (2010).

Tanaka, S. & Diffley, J. F. Accumulation nucléaire interdépendante de levures bourgeonnantes Cdt1 et Mcm2–7 pendant la phase G1. Nature Cell Biol. 4, 198–207 (2002).

Remus, D. et al. Chargement concerté de doubles hexamères Mcm2-7 autour de l'ADN lors de la licence d'origine de la réplication de l'ADN. Cellule 139, 719–730 (2009).

You, Z. & Masai, H. Cdt1 forme un complexe avec la protéine de maintenance du minichromosome (MCM) et active son activité hélicase. J. Biol. Chem. 283, 24469–24477 (2008).

Maiorano, D., Moreau, J. & Méchali, M. XCDT1 est requis pour l'assemblage de complexes pré-réplicatifs dans Xénope laevis. La nature 404, 622–625 (2000).

Maiorano, D., Rul, W. & Méchali, M. Régulation du cycle cellulaire de l'activité de licence de Cdt1 dans Xénope laevis. Exp. Rés. 295, 138–149 (2004).

Blow, J. J. & Gillespie, P. J. Licences de réplication et cancer — un enchevêtrement fatal ? Nature Rev. Cancer 8, 799–806 (2008).

Siddiqui, K., On, K. F. & Diffley, J. F. Régulation de la réplication de l'ADN chez les eucaryas. Harb de printemps froid. Apercevoir. Biol. 5, a012930 (2013).

DePamphilis, M. L. Origines de la réplication de l'ADN dans les chromosomes des métazoaires. J. Biol. Chem. 268, 1–4 (1993).

Taylor, J. H. Augmentation des sites de réplication de l'ADN dans les cellules maintenues au début de la phase S. Chromosome 62, 291–300 (1977).

Blumenthal, A. B., Kriegstein, H. J. & Hogness, D. S. Les unités de réplication de l'ADN dans Drosophila melanogaster chromosomiques. Harb de printemps froid. Symp. Quant. Biol. 38, 205–223 (1974).

Callan, H. G. Réplication de l'ADN dans les chromosomes des eucaryotes. Harb de printemps froid. Symp. Quant. Biol. 38, 195–203 (1974). Les références 20 et 21 ont été les premières à décrire le nombre accru d'origines de réplication activées au début D. melanogaster et des embryons d'amphibiens.

Kang, S., Warner, M. D. & Bell, S. P. Fonctions multiples pour les motifs Mcm2-7 ATPase pendant l'initiation de la réplication. Mol. Cellule 55, 655–665 (2014).

Heller, R.C. et al. Réplication de l'ADN dépendante de l'origine eucaryote in vitro révèle une action séquentielle des kinases DDK et S-CDK. Cellule 146, 80–91 (2011).

Tanaka, S. et al. La phosphorylation dépendante de CDK de Sld2 et Sld3 initie la réplication de l'ADN chez la levure en herbe. La nature 445, 328–332 (2007).

Jares, P. & Blow, J.J. Xénope La fonction cdc7 dépend de la licence mais pas de l'activité XORC, XCdc6 ou CDK et est requise pour le chargement de XCdc45. Gènes Dev. 14, 1528–1540 (2000).

Masumoto, H., Muramatsu, S., Kamimura, Y. & Araki, H. Phosphorylation dépendante de S-Cdk de Sld2 essentielle pour la réplication de l'ADN chromosomique chez la levure en herbe. La nature 415, 651–655 (2002).

Zegerman, P. & Diffley, J.F. La phosphorylation de Sld2 et Sld3 par des kinases dépendantes de la cycline favorise la réplication de l'ADN chez la levure en herbe. La nature 445, 281–285 (2007). Les références 23-27 décrivent les événements de phosphorylation pendant l'activation des origines de réplication.

Ilves, I., Petojevic, T., Pesavento, J. J. & Botchan, M. R. Activation de l'hélicase MCM2-7 par association avec les protéines Cdc45 et GINS. Mol. Cellule 37, 247–258 (2010). Cet article montre que la fonction ADN hélicase du complexe MCM est activée par la formation d'un nouveau complexe.

Sur, K.F. et al. Complexes pré-réplicatifs assemblés in vitro soutenir la réplication de l'ADN dépendante et indépendante de l'origine. EMBO J. 33, 605–620 (2014).

Kumagai, A., Shevchenko, A. & Dunphy, W. G. Treslin collabore avec TopBP1 pour déclencher l'initiation de la réplication de l'ADN. Cellule 140, 349–359 (2010).

Boos, D. et al. La régulation de la réplication de l'ADN par l'interaction Sld3-Dpb11 est conservée de la levure à l'homme. Cour. Biol. 21, 1152–1157 (2011).

Kumagai, A., Shevchenko, A. & Dunphy, W. G. La régulation directe de la tresline par la kinase dépendante de la cycline est essentielle pour le début de la réplication de l'ADN. J. Cell Biol. 193, 995–1007 (2011).

Thu, Y. M. & Bielinsky, A. K. Rôles énigmatiques de Mcm10 dans la réplication de l'ADN. Tendances Biochem. Sci. 38, 184–194 (2013).

Im, J.S. et al. L'assemblage du complexe Cdc45–Mcm2–7–GINS dans les cellules humaines nécessite les protéines Ctf4/And-1, RecQL4 et Mcm10. Proc. Natl Acad. Sci. Etats-Unis 106, 15628–15632 (2009).

Gros, J., Devbhandari, S. & Remus, D. Plasticité d'origine pendant la réplication de l'ADN de levure en herbe in vitro. EMBO J. 33, 621–636 (2014).

Delgado, S., Gomez, M., Bird, A. & Antequera, F. Initiation de la réplication de l'ADN sur les îles CpG dans les chromosomes de mammifères. EMBO J. 17, 2426–2435 (1998).

Cadoret, J.C. et al. Des études à l'échelle du génome mettent en évidence des liens indirects entre les origines de réplication humaine et la régulation des gènes. Proc. Natl Acad. Sci. Etats-Unis 105, 15837–15842 (2008).

Costas, C. et al. Cartographie à l'échelle du génome de Arabidopsis thaliana origines de la réplication de l'ADN et leurs marques épigénétiques associées. Structure de la nature. Mol. Biol. 18, 395–400 (2011).

Besnard, E. et al. Démêler les signatures d'origine de réplication humaine spécifiques au type de cellule et reprogrammables associées aux motifs consensus G-quadruplex. Structure de la nature. Mol. Biol. 19, 837–844 (2012).

Smith, O. K. & Aladjem, M. I. Structure de la chromatine et origines de la réplication : déterminants de la réplication des chromosomes et de l'organisation nucléaire. J. Mol. Biol. 426, 3330–3341 (2014).

Cayrou, C. et al. De nouvelles informations sur les caractéristiques de l'origine de réplication chez les métazoaires. Cycle cellulaire 11, 658–667 (2012).

Valton, A.L. et al. Les motifs G4 affectent le positionnement et l'efficacité de l'origine chez deux réplicateurs vertébrés. EMBO J. 33, 732–746 (2014).

Xu, J. et al. Identification à l'échelle du génome et caractérisation des origines de réplication par séquençage profond. Génome Biol. 13, R27 (2012).

Kohzaki, H. & Murakami, Y. Facteurs de transcription et sélection de l'origine de réplication de l'ADN. Essais biologiques 27, 1107–1116 (2005).

Goldman, M.A., Holmquist, G.P., Grey, M.C., Caston, L.A. & Nag, A. Synchronisation de la réplication des gènes et séquences répétitives intermédiaires. Science 224, 686–692 (1984).

Martin, M.M. et al. Épuisement à l'échelle du génome des événements d'initiation de la réplication dans les régions hautement transcrites. Génome Res. 21, 1822–1832 (2011).

Sequeira-Mendes, J. et al. L'activité d'initiation de la transcription définit l'efficacité de l'origine de réplication dans les cellules de mammifères. PLoS Genet. 5, e1000446 (2009).

Lunyak, V. V., Ezrokhi, M., Smith, H. S. & Gerbi, S. A. Changements développementaux dans la zone d'initiation du sciara II/9A pour la réplication de l'ADN. Mol. Cellule. Biol. 22, 8426–8437 (2002).

Deaton, A. M. & Bird, A. Les îles CpG et la régulation de la transcription. Gènes Dev. 25, 1010–1022 (2011).

Danis, E. et al. Spécification d'une origine de réplication d'ADN par un complexe de transcription. Nature Cell Biol. 6, 721–730 (2004).

Knott, S.R. et al. Les facteurs de transcription Forkhead établissent le moment de l'origine et le regroupement à longue distance dans S. cerevisiae. Cellule 148, 99–111 (2012).

Belleli, R. et al. Le coactivateur transcriptionnel NCOA4 inhibe l'activation des origines de réplication de l'ADN. Mol. Cellule 55, 123–137 (2014).

MacAlpine, H.K., Gordan, R., Powell, S.K., Hartemink, A.J. & amp MacAlpine, D.M. Drosophile L'ORC se localise pour ouvrir la chromatine et marque les sites de chargement du complexe de cohésine. Génome Res. 20, 201–211 (2010).

Berbenetz, N. M., Nislow, C. & Brown, G. W. Diversité des origines de réplication de l'ADN eucaryote révélée par l'analyse à l'échelle du génome de la structure de la chromatine. PLoS Genet. 6, e1001092 (2010).

Eaton, M. L., Galani, K., Kang, S., Bell, S. P. & MacAlpine, D. M. Le positionnement du nucléosome conservé définit les origines de réplication. Gènes Dev. 24, 748–753 (2010). Cette étude montre que la séquence d'origine de réplication est suffisante pour établir une région sans nucléosome, mais que l'ORC est nécessaire pour un positionnement précis des nucléosomes dans les régions adjacentes.

Lubelsky, Y. et al. Les protéines du complexe de pré-réplication s'assemblent dans les régions de faible occupation des nucléosomes dans la zone d'initiation de la dihydrofolate réductase du hamster chinois. Acides nucléiques Res. 39, 3141–3155 (2011).

Givens, R.M. et al. Architectures de la chromatine au niveau des promoteurs transcriptionnels de la levure de fission et des origines de réplication. Acides nucléiques Res. 40, 7176–7189 (2012).

Hizume, K., Yagura, M. & Araki, H. L'interaction concertée entre le complexe de reconnaissance d'origine (ORC), les nucléosomes et l'ADN d'origine de réplication assure une liaison stable à l'origine ORC. Gènes Cellules 18, 764–779 (2013).

Liu, J., McConnell, K., Dixon, M. & Calvi, B. R. Analyse des origines de réplication du modèle dans Drosophile révèle de nouveaux aspects du paysage de la chromatine et sa relation avec l'activité d'origine et le complexe pré-réplicatif. Mol. Biol. Cellule 23, 200–212 (2012).

Lombrana, R. et al. Analyse à haute résolution des sites de démarrage de la synthèse d'ADN et de l'architecture des nucléosomes à des origines de réplication efficaces chez les mammifères. EMBO J. 32, 2631–2644 (2013).

Iizuka, M., Matsui, T., Takisawa, H. & amp Smith, M. M. Régulation des licences de réplication par l'acétyltransférase Hbo1. Mol. Cellule. Biol. 26, 1098–1108 (2006).

Miotto, B. & Struhl, K. L'activité de l'histone acétylase HBO1 est essentielle pour la licence de réplication de l'ADN et inhibée par la géminine. Mol. Cellule 37, 57–66 (2010).

Burke, T. W., Cook, J. G., Asano, M. & Nevins, J. R. Les facteurs de réplication MCM2 et ORC1 interagissent avec l'histone acétyltransférase HBO1. J. Biol. Chem. 276, 15397–15408 (2001).

Tardat, M. et al. L'histone H4 Lys 20 méthyltransférase PR-Set7 régule les origines de réplication dans les cellules de mammifères. Nature Cell Biol. 12, 1086–1093 (2010).

Beck, D.B. et al. Le rôle de PR-Set7 dans les licences de réplication dépend de Suv4-20h. Gènes Dev. 26, 2580–2589 (2012).

Kuo, A.J. et al. Le domaine BAH d'ORC1 relie H4K20me2 à la licence de réplication de l'ADN et au syndrome de Meier-Gorlin. La nature 484, 115–119 (2012).

Picard, F. et al. Le programme spatio-temporel de la réplication de l'ADN est associé à des combinaisons spécifiques de marques de chromatine dans les cellules humaines. PLoS Genet. 10, e1004282 (2014).

Yu, Y. et al. La méthylation de l'Histone H3 lysine 56 régule la réplication de l'ADN grâce à son interaction avec le PCNA. Mol. Cellule 46, 7–17 (2012).

Fu, H. et al. La méthylation de l'histone H3 sur la lysine 79 s'associe à un groupe d'origines de réplication et permet de limiter la réplication de l'ADN une fois par cycle cellulaire. PLoS Genet. 9, e1003542 (2013).

Stroud, H. et al. Analyse à l'échelle du génome des variants des histones H3.1 et H3.3 dans Arabidopsis thaliana. Proc. Natl Acad. Sci. Etats-Unis 109, 5370–5375 (2012).

Pak, D.T. et al. Association du complexe de reconnaissance d'origine avec l'hétérochromatine et HP1 chez les eucaryotes supérieurs. Cellule 91, 311–323 (1997).

Prasanth, S. G., Shen, Z., Prasanth, K. V. & Stillman, B. Le complexe de reconnaissance de l'origine humaine est essentiel pour la liaison de HP1 à l'organisation de la chromatine et de l'hétérochromatine. Proc. Natl Acad. Sci. Etats-Unis 107, 15093–15098 (2010). Les références 71 et 72 montrent les relations entre ORC et HP1.

Nagano, T. & Fraser, P. Fonctions sans fioritures pour les ARN longs non codants. Cellule 145, 178–181 (2011).

Mohammad, M. M., Donti, T. R., Sebastian Yakisich, J., Smith, A. G. & Kapler, G. M. Tetrahymena ORC contient un fragment d'ARN ribosomique qui participe à la reconnaissance de l'origine de l'ADNr. EMBO J. 26, 5048–5060 (2007).

Norseen, J. et al. Recrutement ARN-dépendant du complexe de reconnaissance d'origine. EMBO J. 27, 3024–3035 (2008).

Norseen, J., Johnson, F. B. & Lieberman, P. M. Rôle de la liaison à l'ARN G-quadruplex par l'antigène nucléaire 1 du virus Epstein-Barr dans la réplication de l'ADN et l'attachement des chromosomes en métaphase. J. Virol. 83, 10336–10346 (2009).

Hoshina, S. et al. Le complexe de reconnaissance d'origine humaine se lie préférentiellement à l'ARN préférable au G-quadruplex et à l'ADN simple brin. J. Biol. Chem. 288, 30161–30171 (2013).

Christov, C. P., Gardiner, T. J., Szuts, D. & amp Krude, T. Exigence fonctionnelle des ARN Y non codants pour la réplication de l'ADN chromosomique humain. Mol. Cellule. Biol. 26, 6993–7004 (2006).

Collart, C., Christov, C. P., Smith, J. C. & Krude, T. La transition midblastula définit le début de la réplication de l'ADN dépendante de l'ARN Y dans Xénope laevis. Mol. Cellule. Biol. 31, 3857–3870 (2011).

Newport, J. & Spann, T. Désassemblage du noyau dans les extraits mitotiques : la vésicularisation membranaire, le désassemblage des lamines et la condensation chromosomique sont des processus indépendants. Cellule 48, 219–230 (1987).

Sheehan, M. A., Mills, A. D., Sleeman, A. M., Laskey, R. A. & Blow, J. J. Étapes de l'assemblage de noyaux compétents pour la réplication dans un système acellulaire de Xénope des œufs. J. Cell Biol. 106, 1–12 (1988).

Coue, M., Kearsey, S. E. & Méchali, M. Liaison de la chromatine, localisation nucléaire et phosphorylation de Xénope les cdc21 dépendent du cycle cellulaire et sont associées au contrôle de l'initiation de la réplication de l'ADN. EMBO J. 15, 1085–1097 (1996).

Walter, J., Sun, L. & Newport, J. Réplication régulée de l'ADN chromosomique en l'absence de noyau. Mol. Cellule 1, 519–529 (1998).

Guelen, L. et al. Organisation des domaines des chromosomes humains révélée par la cartographie des interactions des lames nucléaires. La nature 453, 948–951 (2008).

Goldberg, M., Jenkins, H., Allen, T., Whitfield, W.G. & Hutchison, C.J. Xénope la lamine B3 a un rôle direct dans l'assemblage d'un noyau compétent pour la réplication : preuve à partir d'extraits d'œufs acellulaires. J. Cell Sci. 108, 3451–3461 (1995).

Wilson, R. H. & Coverley, D. Relation entre la réplication de l'ADN et la matrice nucléaire. Gènes Cellules 18, 17–31 (2013).

Huberman, J. A. & Riggs, A. D. Sur le mécanisme de réplication de l'ADN dans les chromosomes des mammifères. J. Mol. Biol. 32, 327–341 (1968). Il s'agit d'un article classique décrivant les clusters d'unités de réplication.

Nagano, T. et al. Le Hi-C unicellulaire révèle une variabilité de cellule à cellule dans la structure des chromosomes. La nature 502, 59–64 (2013).

Brewer, B. J. & Fangman, W. L. Initiation à des origines de réplication rapprochées dans un chromosome de levure. Science 262, 1728–1731 (1993). Cet article décrit l'interférence d'origine de réplication dans S. cerevisiae.

Lebofsky, R., Heilig, R., Sonnleitner, M., Weissenbach, J. & Bensimon, A. L'interférence de l'origine de réplication de l'ADN augmente l'espacement entre les événements d'initiation dans les cellules humaines. Mol. Biol. Cellule 17, 5337–5345 (2006).

Marheineke, K. & Hyrien, O. Contrôle de la densité d'origine de réplication et du temps de tir dans Xénope extraits d'œufs : rôle d'un point de contrôle sensible à la caféine et dépendant de l'ATR. J. Biol. Chem. 279, 28071–28081 (2004).

Buongiorno-Nardelli, M., Micheli, G., Carri, M. T. & Marilley, M. Une relation entre la taille du réplicon et les domaines de boucle superenroulés dans le génome eucaryote. La nature 298, 100–102 (1982).

Lemaitre, J. M., Danis, E., Pasero, P., Vassetzky, Y. & Méchali, M. Remodelage mitotique du réplicon et de la structure chromosomique. Cellule 123, 1–15 (2005).

Courbet, S. et al. Le mouvement de la fourche de réplication définit la taille de la boucle de la chromatine et le choix de l'origine dans les cellules de mammifères. La nature 455, 557–560 (2008).

Berezney, R., Dubey, D. D. & Huberman, J. A. Hétérogénéité des réplicons eucaryotes, des amas de réplicons et des foyers de réplication. Chromosome 108, 471–484 (2000).

Cseresnyes, Z., Schwarz, U. & Green, C. M. Analyse des usines de réplication dans les cellules humaines par microscopie optique à super-résolution. BMC Cell Biol. 10, 88 (2009).

Cardoso, M. C., Schneider, K., Martin, R. M. & Leonhardt, H. Structure, fonction et dynamique des sous-compartiments nucléaires. Cour. Avis. Cell Biol. 24, 79–85 (2012).

Takahashi, T. S., Yiu, P., Chou, M. F., Gygi, S. & Walter, J. C. Recrutement de Xénope Scc2 et la cohésine à la chromatine nécessitent le complexe de pré-réplication. Nature Cell Biol. 6, 991–996 (2004).

Guillou, E. et al. Cohesin organise les boucles de chromatine dans les usines de réplication de l'ADN. Gènes Dev. 24, 2812–2822 (2010). Les références 53 et 99 rapportent un lien entre le recrutement de la cohésine et la formation des pré-CR.

Jackson, D. A. & Pombo, A. Les amas de réplicons sont des unités stables de la structure chromosomique : preuve que l'organisation nucléaire contribue à l'activation et à la propagation efficaces de la phase S dans les cellules humaines. J. Cell Biol. 140, 1285–1295 (1998). Il s'agit d'une étude approfondie par microscopie à fluorescence des amas de réplicons et des foyers de réplication.

Moir, R.D., Montaglowy, M. & Goldman, R.D. Propriétés dynamiques des lamines nucléaires : la lamine B est associée aux sites de réplication de l'ADN. J. Cell Biol. 125, 1201–1212 (1994).

Moir, R. D., Spann, T. P., Herrmann, H. & Goldman, R. D. La perturbation de l'organisation de la couche nucléaire bloque la phase d'élongation de la réplication de l'ADN. J. Cell Biol. 149, 1179–1192 (2000).

Lebofsky, R., van Oijen, A. M. & Walter, J. C. L'ADN est un cofacteur pour sa propre réplication dans Xénope extraits d'oeufs. Acides nucléiques Res. 39, 545–555 (2011).

Cox, L. S. & Laskey, R. A. La réplication de l'ADN se produit sur des sites discrets dans des pseudonoyaux assemblés à partir d'ADN purifié in vitro. Cellule 66, 271–275 (1991).

Rhind, N. & amp Gilbert, D. M. Calendrier de réplication de l'ADN. Harb de printemps froid. Apercevoir. Méd. 3, 1–26 (2013).

Yoshida, K., Poveda, A. & Pasero, P. Le temps d'être polyvalent: régulation du programme de synchronisation de la réplication chez la levure en herbe. J. Mol. Biol. 425, 4696–4705 (2013).

Eaton, M.L. et al. Les signatures chromatiques du Drosophile programme de réplication. Génome Res. 21, 164–174 (2011).

Dellino, G.I. et al. Cartographie à l'échelle du génome des origines de réplication de l'ADN humain : les niveaux de transcription sur les sites ORC1 régulent la sélection des origines et le calendrier de réplication. Génome Res. 23, 1–11 (2013).

Letessier, A. et al. Les programmes d'initiation de la réplication spécifiques à un type cellulaire définissent la fragilité de la FRA3B site fragile. La nature 470, 120–123 (2011).

Barlow, J.H. et al. Identification des sites fragiles de réplication précoce qui contribuent à l'instabilité du génome. Cellule 152, 620–632 (2013).

Hansen, R.S. et al. Le séquençage de l'ADN nouvellement répliqué révèle une plasticité généralisée dans le calendrier de réplication humaine. Proc. Natl Acad. Sci. Etats-Unis 107, 139–144 (2010).

Ryba, T. et al. Les profils de synchronisation de réplication conservés au cours de l'évolution prédisent les interactions de la chromatine à longue distance et distinguent les types cellulaires étroitement liés. Génome Res. 20, 761–770 (2010). Cette étude rapporte la relation étroite entre les domaines de réplication et les domaines chromosomiques.

Dixon, J.R. et al. Domaines topologiques dans les génomes de mammifères identifiés par l'analyse des interactions de la chromatine. La nature 485, 376–380 (2012).

Pope, B.D. et al. Les domaines d'association topologique sont des unités stables de régulation du temps de réplication. La nature 515, 402–405 (2014).

Hayano, M. et al. Rif1 est un régulateur global du moment de l'allumage de l'origine de réplication dans la levure à fission. Gènes Dev. 26, 137–150 (2012).

Cornacchia, D. et al. La souris Rif1 est un régulateur clé du programme de synchronisation de la réplication dans les cellules de mammifères. EMBO J. 31, 3678–3690 (2012).

Yamazaki, S. et al. Rif1 régule les domaines de synchronisation de réplication sur le génome humain. EMBO J. 31, 3667–3677 (2012). Les références 115 à 117 sont les premiers rapports sur le rôle de RIF1 dans la synchronisation de la réplication.

Silverman, J., Takai, H., Buonomo, S. B., Eisenhaber, F. & de Lange, T. Human Rif1, orthologue d'une protéine télomérique de levure, est régulé par ATM et 53BP1 et fonctionne dans le point de contrôle de la phase S. Gènes Dev. 18, 2108–2119 (2004).

Buonomo, S. B., Wu, Y., Ferguson, D. & de Lange, T. Mammalian Rif1 contribue à la survie au stress de réplication et à la réparation dirigée par homologie. J. Cell Biol. 187, 385–398 (2009).

Hiraga, S. et al. Rif1 contrôle la réplication de l'ADN en dirigeant la protéine phosphatase 1 pour inverser la phosphorylation médiée par Cdc7 du complexe MCM. Gènes Dev. 28, 372–383 (2014).

Mattarocci, S. et al. Rif1 contrôle le temps de réplication de l'ADN dans la levure via la phosphatase PP1 Glc7. Cellule Rep. 7, 62–69 (2014).

Dave, A., Cooley, C., Garg, M. & Bianchi, A. Le recrutement de la protéine phosphatase 1 par Rif1 régule le déclenchement de l'origine de réplication de l'ADN en contrecarrant l'activité DDK. Cellule Rep. 7, 53–61 (2014).

Schwaiger, M., Kohler, H., Oakeley, E. J., Stadler, M. B. & Schubeler, D. La protéine 1 de l'hétérochromatine (HP1) module le calendrier de réplication du Drosophile génome. Génome Res. 20, 771–780 (2010).

Hayashi, M. T., Takahashi, T. S., Nakagawa, T., Nakayama, J. & Masukata, H. La protéine d'hétérochromatine Swi6/HP1 active les origines de réplication dans la région péricentromérique et le locus de type d'accouplement silencieux. Nature Cell Biol. 11, 357–362 (2009).

Figueiredo, M. L., Philip, P., Stenberg, P. & Larsson, J. Le recrutement de HP1a aux promoteurs est indépendant de la méthylation de H3K9 dans Drosophila melanogaster. PLoS Genet. 8, e1003061 (2012).

Kim, S. M., Dubey, D. D. & Huberman, J. A. Hétérochromatine à réplication précoce. Gènes Dev. 17, 330–335 (2003).

Casas-Delucchi, C.S. et al. L'hypoacétylation des histones est nécessaire pour maintenir le délai de réplication tardif de l'hétérochromatine constitutive. Acides nucléiques Res. 40, 159–169 (2012).

Tazumi, A. et al. La protéine de liaison aux télomères Taz1 contrôle le calendrier global de réplication grâce à sa localisation près des origines de réplication tardive dans la levure à fission. Gènes Dev. 26, 2050–2062 (2012).

Cooper, J.P., Nimmo, E.R., Allshire, R.C. & Cech, T.R. Régulation de la longueur et de la fonction des télomères par une protéine du domaine Myb dans la levure à fission. La nature 385, 744–747 (1997).

Wu, P. Y. & Nurse, P. Établissement du programme de cuisson d'origine pendant la phase S dans la levure de fission. Cellule 136, 852–864 (2009).

Wong, P.G. et al. Cdc45 limite l'utilisation des réplicons à partir d'une faible densité de préRC dans les cellules de mammifères. PLoS UN 6, e17533 (2011).

Patel, P.K. et al. La kinase de réplication Hsk1(Cdc7) régule l'efficacité de l'origine. Mol. Biol. Cellule 19, 5550–5558 (2008).

Mantiero, D., Mackenzie, A., Donaldson, A. & amp Zegerman, P. Les facteurs d'initiation de la réplication limitant exécutent le programme temporel de tir d'origine dans la levure en herbe. EMBO J. 30, 4805–4814 (2011).

Kwan, E. X. et al. Un polymorphisme naturel dans les origines de réplication de l'ADNr relie l'activation de l'origine à la restriction calorique et à la durée de vie. PLoS Genet. 9, e1003329 (2013).

Yoshida, K. et al. Les histones désacétylases Sir2 et Rpd3 agissent sur l'ADN ribosomique pour contrôler le programme de réplication chez la levure bourgeonnante. Mol. Cellule 54, 691–697 (2014).

Koren, A. et al. Variation génétique dans le calendrier de réplication de l'ADN humain. Cellule 159, 1015–1026 (2014).

Hiratani, I. et al. Réorganisation globale des domaines de réplication au cours de la différenciation des cellules souches embryonnaires. PLoS Biol. 6, e245 (2008).

Hiratani, I. et al. La dynamique de la réplication à l'échelle du génome révélée par in vitro modèles d'embryogenèse murine. Génome Res. 20, 155–169 (2010).

Hyrien, O., Maric, C. & Méchali, M. Transition dans la spécification des origines de réplication de l'ADN des métazoaires embryonnaires. Science 270, 994–997 (1995).

Sasaki, T., Sawado, T., Yamaguchi, M. & Shinomiya, T. Spécification des régions d'initiation de la réplication de l'ADN pendant l'embryogenèse dans la base de 65 kilos ADNpol-dE2F lieu de Drosophila melanogaster. Mol. Cellule. Biol. 19, 547–555 (1999).

Norio, P. et al. Activation progressive de l'initiation de la réplication de l'ADN dans de grands domaines du locus de la chaîne lourde des immunoglobulines au cours du développement des cellules B. Mol. Cellule 20, 575–587 (2005).

Errico, A. & Costanzo, V. Mécanismes de protection de la fourche de réplication: une garantie pour la stabilité du génome. Critique. Rév. Biochem. Mol. Biol. 47, 222–235 (2012).

Tercero, J. A. & Diffley, J. F. Régulation de la progression de la fourche de réplication de l'ADN à travers l'ADN endommagé par le point de contrôle Mec1/Rad53. La nature 412, 553–557 (2001).

Yekezare, M., Gomez-Gonzalez, B. & Diffley, J. F. Contrôler les origines de réplication de l'ADN en réponse aux dommages de l'ADN - inhiber globalement, activer localement. J. Cell Sci. 126, 1297–1306 (2013).

McIntosh, D. & Blow, J. J. Origines dormantes, le point de contrôle des licences et la réponse aux stress réplicatifs. Harb de printemps froid. Apercevoir. Biol. 4, a012955 (2012).

Bartek, J., Lukas, C. & Lukas, J. Vérification des dommages à l'ADN en phase S. Nature Rév. Mol. Cell Biol. 5, 792–804 (2004).

Donzelli, M. & Draetta, G. F. Régulation des points de contrôle des mammifères par l'inactivation de Cdc25. Représentant EMBO 4, 671–677 (2003).

Takizawa, C. G. & Morgan, D. O. Contrôle de la mitose par des changements dans la localisation subcellulaire de la cycline-B1-Cdk1 et Cdc25C. Cour. Avis. Cell Biol. 12, 658–665 (2000).

Karnani, N. & Dutta, A. L'effet du point de contrôle intra-phase S sur les origines de la réplication dans les cellules humaines. Gènes Dev. 25, 621–633 (2011).

Liu, H. et al. La phosphorylation de la MLL par ATR est requise pour l'exécution du point de contrôle de la phase S des mammifères. La nature 467, 343–346 (2010).

Boos, D., Yekezare, M. & Diffley, J. F. Identification d'un complexe hétéromérique qui favorise le déclenchement de l'origine de la réplication de l'ADN dans les cellules humaines. Science 340, 981–984 (2013).

Lopez-Mosqueda, J. et al. La phosphorylation induite par les dommages de Sld3 est importante pour bloquer le tir d'origine tardive. La nature 467, 479–483 (2010).

Zegerman, P. & Diffley, J. F. Inhibition dépendante du point de contrôle de l'initiation de la réplication de l'ADN par la phosphorylation de Sld3 et Dbf4. La nature 467, 474–478 (2010).

Anglana, M., Apiou, F., Bensimon, A. & Debatisse, M. Dynamique de la réplication de l'ADN dans les cellules somatiques de mammifères: le pool de nucléotides module le choix de l'origine et l'espacement inter-origine. Cellule 114, 385–394 (2003).

Syljuasen, R.G. et al. L'inhibition de la Chk1 humaine provoque une augmentation de l'initiation de la réplication de l'ADN, de la phosphorylation des cibles ATR et de la rupture de l'ADN. Mol. Cellule. Biol. 25, 3553–3562 (2005).

Allen, J. B., Zhou, Z., Siede, W., Friedberg, E. C. & Elledge, S. J. La protéine kinase SAD1/RAD53 contrôle plusieurs points de contrôle et la transcription induite par les dommages à l'ADN chez la levure. Gènes Dev. 8, 2401–2415 (1994).

Kato, R. & Ogawa, H. Un gène essentiel, ESR1, est nécessaire à la croissance cellulaire mitotique, à la réparation de l'ADN et à la recombinaison méiotique dans Saccharomyces cerevisiae. Acides nucléiques Res. 22, 3104–3112 (1994).

Liu, Q. et al. Chk1 est une kinase essentielle qui est régulée par Atr et requise pour le point de contrôle des dommages à l'ADN G2/M. Gènes Dev. 14, 1448–1459 (2000).

Takai, H. et al. Fonction aberrante du point de contrôle du cycle cellulaire et mort embryonnaire précoce chez Chk1 −/− souris. Gènes Dev. 14, 1439–1447 (2000).

Brown, E. J. & Baltimore, D. La perturbation de l'ATR entraîne une fragmentation chromosomique et une létalité embryonnaire précoce. Gènes Dev. 14, 397–402 (2000).

Maya-Mendoza, A., Petermann, E., Gillespie, D. A., Caldecott, K. W. & amp Jackson, D. A. Chk1 régule la densité des origines de réplication actives pendant la phase S des vertébrés. EMBO J. 26, 2719–2731 (2007).

Zhao, H., Watkins, J. L. & Piwnica-Worms, H. La perturbation de la voie 25A du cycle de division cellulaire 1/kinase de point de contrôle abroge les points de contrôle S et G2 induits par les rayonnements ionisants. Proc. Natl Acad. Sci. Etats-Unis 99, 14795–14800 (2002).

Sorensen, C.S. et al. Chk1 régule le point de contrôle de la phase S en couplant le renouvellement physiologique et la protéolyse accélérée induite par les rayonnements ionisants de Cdc25A. Cellule cancéreuse 3, 247–258 (2003).

Maya-Mendoza, A., Olivares-Chauvet, P., Shaw, A. & amp Jackson, D. A. La progression de la phase dans les cellules humaines est dictée par la continuité génétique des foyers d'ADN. PLoS Genet. 6, e1000900 (2010).

Ge, X. Q. & Blow, J. J. Chk1 inhibe l'activation de l'usine de réplication mais permet le déclenchement d'origine dormante dans les usines existantes. J. Cell Biol. 191, 1285–1297 (2010).

Vaziri, C. et al. Une voie de point de contrôle dépendant de p53 empêche la réplication. Mol. Cellule 11, 997–1008 (2003).

Neelsen, K.J. et al. Les licences d'origine déréglementées entraînent des cassures chromosomiques par réplication d'une matrice d'ADN présentant des lacunes. Gènes Dev. 27, 2537–2542 (2013).

Melixetian, M. et al. La perte de géminine induit une réplication en présence de p53 fonctionnel. J. Cell Biol. 165, 473–482 (2004).

Zhu, W., Chen, Y. & Dutta, A. La réplication par épuisement de la géminine est observée quel que soit l'état de p53 et active un point de contrôle G2/M. Mol. Cellule. Biol. 24, 7140–7150 (2004).

Tada, S., Li, A., Maiorano, D., Méchali, M. & Blow, J. J. La répression de l'assemblage d'origine en métaphase dépend de l'inhibition de RLF-B/Cdt1 par la géminine. Nature Cell Biol. 3, 107–113 (2001).

Wohlschlegel, J.A. et al. Inhibition de la réplication de l'ADN eucaryote par la liaison de la géminine à Cdt1. Science 290, 2309–2312 (2000).

Nguyen, V. Q., Co, C., Irie, K. & Li, J. J. Clb/Cdc28 Les kinases favorisent l'exportation nucléaire des protéines initiatrices de réplication Mcm2–7. Cour. Biol. 10, 195–205 (2000).

Saha, T., Ghosh, S., Vassilev, A. & DePamphilis, M. L. L'ubiquitylation, la phosphorylation et Orc2 modulent la localisation subcellulaire d'Orc1 et l'empêchent d'induire l'apoptose. J. Cell Sci. 119, 1371–1382 (2006).

Petersen, B.O., Lukas, J., Sorensen, C.S., Bartek, J. & Helin, K. La phosphorylation de CDC6 de mammifère par la cycline A/CDK2 régule sa localisation subcellulaire. EMBO J. 18, 396–410 (1999).

Coulombe, P., Grégoire, D., Tsanov, N. & Méchali, M. A spontané Cdt1 mutation dans 129 souches de souris révèle un domaine de réglementation restreignant la licence de réplication. Nature Commun. 4, 2065 (2013).

Sugimoto, N. et al. La phosphorylation de Cdt1 par les kinases dépendantes de la cycline A régule négativement sa fonction sans affecter la liaison de la géminine. J. Biol. Chem. 279, 19691–19697 (2004).

Mendez, J. et al. La grande sous-unité du complexe de reconnaissance d'origine humaine est dégradée par la protéolyse médiée par l'ubiquitine après l'initiation de la réplication de l'ADN. Mol. Cellule 9, 481–491 (2002).

Li, X., Zhao, Q., Liao, R., Sun, P. & amp Wu, X. Le complexe ubiquitine ligase SCF Skp2 interagit avec le facteur de licence de réplication humaine Cdt1 et régule la dégradation de Cdt1. J. Biol. Chem. 278, 30854–30858 (2003).

Higa, L. A., Mihaylov, I. S., Banks, D. P., Zheng, J. & Zhang, H. La protéolyse à médiation radiologique de CDT1 par les complexes CUL4-ROC1 et CSN constitue un nouveau point de contrôle. Nature Cell Biol. 5, 1008–1015 (2003).

Arias, E. E. & amp Walter, J. C. PCNA fonctionne comme une plate-forme moléculaire pour déclencher la destruction de Cdt1 et empêcher la réplication. Nature Cell Biol. 8, 84–90 (2006).

McGarry, T. J. & Kirschner, M. W. Geminin, un inhibiteur de la réplication de l'ADN, est dégradé au cours de la mitose. Cellule 93, 1043–1053 (1998).

Petersen, B.O. et al. La protéolyse régulée par le cycle cellulaire et la croissance cellulaire du CDC6 de mammifère dépend de l'APC-CDH1. Gènes Dev. 14, 2330–2343 (2000).

Sugimoto, N. et al. Identification de nouvelles protéines humaines liant Cdt1 par une approche protéomique : régulation protéolytique par APC/CCdh1. Mol. Biol. Cellule 19, 1007–1021 (2008).

Liu, E. et al. Le point de contrôle de la phase S médié par ATR empêche la réplication dans les cellules de mammifères lorsque le contrôle des licences est interrompu. J. Cell Biol. 179, 643–657 (2007).

Zielke, N., Edgar, B.A. & DePamphilis, M.L. Endoreplication. Harb de printemps froid. Apercevoir. Biol. 5, a012948 (2013).

Kim, J.C. et al. Analyse intégrative de l'amplification génique dans Drosophile cellules folliculaires : paramètres d'activation et de répression d'origine. Gènes Dev. 25, 1384–1398 (2011).

Aggarwal, B. D. & Calvi, B. R. La chromatine régule l'activité d'origine dans Drosophile cellules folliculaires. La nature 430, 372–376 (2004).

Gonzalez, S. et al. Activité oncogène de Cdc6 par la répression de la ENCRE4/FRA lieu. La nature 440, 702–706 (2006).

Seo, J. et al. Les souris transgéniques Cdt1 développent un lymphome lymphoblastique en l'absence de p53. Oncogène 24, 8176–8186 (2005).

Zhu, W. & Depamphilis, M. L. Extinction sélective des cellules cancéreuses par suppression de l'activité de la géminine. Cancer Rés. 69, 4870–4877 (2009).

Ge, X. Q., Jackson, D. A. & Blow, J. J. Des origines dormantes autorisées par un excès de Mcm2-7 sont nécessaires pour que les cellules humaines survivent au stress réplicatif. Gènes Dev. 21, 3331–3341 (2007). Cette étude montre que lors d'un stress de réplication, l'excès de complexe MCM peut être utilisé pour activer des origines de réplication de l'ADN qui ne sont pas utilisées dans un cycle cellulaire normal.

Cayrou, C., Coulombe, P. & Méchali, M. Programmation des origines de réplication de l'ADN et organisation des chromosomes. Chromosome Res. 18, 137–145 (2010).


Conclusion et perspectives

Une décennie après la découverte initiale des histones lysine déméthylases, notre compréhension du fonctionnement de ces enzymes fascinantes dans les cellules a progressé à un rythme extrêmement rapide. Pendant ce temps, l'émergence de technologies pangénomiques nous a permis d'examiner la fonction de ces enzymes sur la chromatine avec une ampleur et une précision sans précédent. Cela a fourni une compréhension étonnamment détaillée des rôles fondamentaux que jouent ces enzymes dans le contrôle de l'expression des gènes, les décisions relatives au destin des cellules au cours du développement et la reprogrammation des états de la chromatine. En outre, de nouvelles fonctions pour les histones déméthylases en tant que régulateurs critiques d'autres processus cellulaires importants, notamment la réplication de l'ADN, la dynamique du cycle cellulaire et la réparation des dommages à l'ADN, ont été identifiées et justifient clairement une enquête plus approfondie.

Peut-être sans surprise étant donné leur découverte en tant qu'histone déméthylases, ces enzymes et leurs fonctions cellulaires ont été étudiées sous le couvert de la déméthylation des histones. Cependant, il est maintenant de plus en plus clair que ces protéines catalysent également d'autres réactions d'hydroxylation qui régulent à la fois les processus basés sur les protéines et les acides nucléiques. Un défi évident pour l'avenir sera de comprendre les principaux déterminants moléculaires qui sous-tendent les phénotypes résultant de la perturbation des enzymes déméthylases. Cela repose-t-il sur l'activité histone déméthylase, l'activité protéine déméthylase ou l'hydroxylation d'autres substrats cellulaires ? Sinon, ces résultats sont-ils déterminés indépendamment de l'activité enzymatique ensemble ? Aborder ces questions importantes, en particulier dans le contexte des transitions développementales où ces protéines semblent être d'une importance centrale, reposera inévitablement sur la génération de nouveaux modèles animaux, où des activités spécifiques peuvent être perturbées pour étudier et définir les principes moléculaires qui sous-tendent la fonction de ces protéines fascinantes dans la biologie normale et, finalement, la maladie.


MÉCANISME D'ASSEMBLAGE DE NUCLÉOSOME À MÉDIATION DE CAF-1

Formation de tétrasomes

La formation du complexe tétramère-ADN H3-H4, connu sous le nom de tétrasome, ne nécessite pas d'hydrolyse de l'ATP, mais est plutôt entraînée par la haute affinité de (H3-H4)2 tétramères pour l'ADN dans un mécanisme guidé par CAF-1. La découverte que CAF-1 se lie à un seul dimère H3-H4 et se lie de manière coopérative à l'ADN d'une manière dépendante de la longueur suggère un mécanisme pour la formation de tétrasomes. Les résultats de deux groupes suggèrent que l'étape de dépôt nécessite l'association de deux complexes CAF-1•H3–H4, qui se co-assemblent sur l'ADN, suivie du dépôt concerté d'un tétramère H3–H4 (Figure 3) ( 55, 58) .

Modèle pour l'assemblage de nucléosomes médié par CAF-1. En l'absence d'histones, la WHD C-terminale est inaccessible en raison de la séquestration par le domaine ED. ASF1 transfère un seul dimère H3-H4 à CAF-1, entraînant la libération de la WHD. Deux complexes CAF-1•H3-H4 s'associent à proximité l'un de l'autre, médiés par des contacts PCNA-CAF-1 et ADN-CAF-1. L'association transitoire de deux complexes CAF-1•H3-H4 sur l'ADN permet la formation de contacts H3-H3 et les deux complexes chaperon d'histone en déposent un de manière concertée (H3-H4)2 tétramère sur l'ADN avant d'être libéré de l'ADN. Au cours de la deuxième étape d'assemblage, les chaperons d'histones H2A-H2B médient le dépôt de H2A-H2B sur le tétramère préexistant formant des nucléosomes complets. Pour plus de détails, voir le texte.

Modèle pour l'assemblage de nucléosomes médié par CAF-1. En l'absence d'histones, la WHD C-terminale est inaccessible en raison de la séquestration par le domaine ED. ASF1 transfère un seul dimère H3-H4 à CAF-1, entraînant la libération de la WHD. Deux complexes CAF-1•H3-H4 s'associent à proximité l'un de l'autre, médiés par des contacts PCNA-CAF-1 et ADN-CAF-1. L'association transitoire de deux complexes CAF-1•H3-H4 sur l'ADN permet la formation de contacts H3-H3 et les deux complexes chaperon d'histone en déposent un de manière concertée (H3-H4)2 tétramère sur l'ADN avant d'être libéré de l'ADN. Au cours de la deuxième étape d'assemblage, les chaperons d'histones H2A-H2B médient le dépôt de H2A-H2B sur le tétramère préexistant formant des nucléosomes complets. Pour plus de détails, voir le texte.

En utilisant des fragments d'ADN de différentes longueurs, le laboratoire Luger a pu révéler des étapes intermédiaires dans le mécanisme de dépôt de H3-H4 médié par CAF-1. Des études de réticulation en solution montrent que l'association de deux complexes CAF-1•H3–H4 dépend de la capacité de liaison à l'ADN de la grande sous-unité ( 58). Le WHD joue un rôle important dans le mécanisme qui permet le dépôt de H3-H4. En l'absence de la cargaison H3-H4, la surface de liaison à l'ADN chargée positivement de la WHD engage le domaine acide ED, auto-inhibant ainsi les interactions potentielles WHD-ADN. Lors de la liaison de H3-H4 au domaine ED, cette interaction est déstabilisée et la WHD devient disponible pour l'engagement de l'ADN. Parce que la WHD se lie à l'ADN de manière coopérative, cela améliore considérablement l'association ultérieure de deux complexes CAF-1•H3-H4, et les mutations de la WHD qui interfèrent avec la liaison à l'ADN abolissent la dimérisation des complexes CAF-1•H3-H4 (58 ). La tétramérisation de H3-H4 nécessite l'interaction des hélices H3 α3. Notamment, la mutation de l'interface de tétramérisation H3 α3 permet toujours l'interaction H3-H4 avec CAF-1 ou l'ADN mais perturbe le dépôt concerté de dimères H3-H4 et l'assemblage de tétrasomes (55, 58). Cette découverte, associée à des expériences de réticulation, suggère que les deux hélices 3 des dimères H3-H4 sont positionnées à proximité l'une de l'autre avant le dépôt (58). Dans la dernière étape, CAF-1 libère les histones une fois qu'un tétrasome s'est formé avec succès.

La dimérisation régulée des chaperons d'histone guide l'assemblage des nucléosomes

La dimérisation des chaperons d'histones est probablement un moyen de contrôler l'état d'oligomérisation de H3-H4 lui-même : vraisemblablement, le maintien de H3-H4 sous forme de dimères représente une réponse au besoin de contrôler et de restreindre la réaction de tétramérisation des histones pendant les tâches critiques. Au fur et à mesure que l'ADN est répliqué, l'assemblage de la chromatine a un impact sur la vitesse à laquelle la fourche de réplication progresse (13, 98-100). Dépôt rapide de nouveau (H3–H4)2 tétramères est donc essentiel pour empêcher le décrochage de la fourche de réplication et l'instabilité génomique. L'association concertée médiée par l'ADN du CAF-1 lié aux histones garantit un mécanisme opportun et contrôlé et réduit la possibilité d'interactions improductives.

Thermodynamiquement, l'énergie libre associée à la tétramérisation H3-H4 sur l'ADN est la somme de réactions partielles, qui présentent des dépenses énergétiques opposées : globalement, l'ADN doit être substantiellement déformé à un coût énergétique élevé. Ceci doit être compensé par une énergie favorable provenant de l'établissement de contacts entre H3-H4 et l'ADN, la formation du faisceau à quatre hélices H3-H3 et l'effet hydrophobe. La présence de tous ces éléments serait nécessaire pour fournir à l'ensemble du chemin d'assemblage l'énergie libre nécessaire pour procéder de manière ordonnée. Tout comme une enzyme, CAF-1 favorise un micro-environnement optimal, ce qui permet la formation de ces contacts. De plus, la tétramérisation des histones et le dépôt concerté d'ADN pourraient établir la directionnalité de la réaction et expliquer pourquoi les chaperons d'histones comme CAF-1 ne catalysent pas les réactions de désassemblage des nucléosomes - le coût énergétique de la division des tétrasomes et du déroulement de l'ADN est tout simplement trop élevé et ne peut être accompli qu'avec l'aide de remodeleurs ATP-dépendants ou d'hélicases. En conclusion, l'exploitation de l'énergie de liaison à l'ADN dirigée de H3-H4 par les chaperons d'histones soutient le mécanisme qui les rend indépendants de l'hydrolyse de l'ATP, tout en fournissant un degré élevé de directionnalité pour le processus de dépôt H3-H4.

Régulation du recrutement de la CAF-1 par des modifications post-traductionnelles

Le dépôt d'histones par CAF-1 est probablement régulé non seulement par d'autres protéines mais aussi par des modifications post-traductionnelles sur le chaperon d'histones ainsi que sur les histones. Alors que la phosphorylation régule le recrutement de CAF-1 à la fourche de réplication d'une manière dépendante du cycle cellulaire (voir introduction) (40), les modifications post-traductionnelles des histones ont le potentiel d'affecter directement le mécanisme de dépôt. Chez la levure, les dimères H3-H4 orientés vers l'incorporation au niveau de la fourche de réplication sont acétylés par l'acétyltransférase Rtt109 sur la lysine 56 de H3 (H3K56 ac ) cette modification sert de marqueur pour les histones nouvellement synthétisées (101, 102).En revanche, l'acétylation de H3K56 chez l'homme ne semble être nécessaire que pour l'assemblage des nucléosomes associé à la réparation de l'ADN, tandis que, comme la levure, les histones ciblées sur la fourche de réplication sont acétylées par le HAT1 cytosolique sur H4K5 et H4K12 (77, 103-108) et par HAT4 sur H4K91 ( 109). On pense que CAF-1 reconnaît la modification H3K56 ac, sur la base d'études biochimiques rapportant que CAF-1 se lie à H3K56 ac -H4 avec une affinité plus élevée qu'aux histones non modifiées (101, 105) et XL-MS montrant de nombreuses liaisons croisées entre CAF-1 et l'hélice N H3 contenant K56 (63). Les queues N-terminales des deux histones ne sont pas nécessaires à l'assemblage des nucléosomes par CAF-1 même si elles sont essentielles à la formation de la chromatine dans un contexte physiologique (70, 77, 110). Par conséquent, si et comment CAF-1 reconnaît spécifiquement les modifications sur H4 n'est pas clair et les travaux futurs devraient examiner comment les modifications des histones contribuent mécaniquement à la fonction de CAF-1.

Implications mécanistiques pour la propagation de la structure de la chromatine

Au cours de la réplication de l'ADN, (H3–H4)2 les tétramères sont propagés sous forme d'unités intactes de l'ADN parental de manière aléatoire à l'un des deux brins filles (19, 111). Cette découverte a soulevé des questions sur un mécanisme de copie possible pour rétablir les marques de chromatine sur les histones nouvellement déposées lorsque l'histone modèle n'est pas située dans le même nucléosome (112-115). Par rapport à cela, les chaperons d'histone effectuent non seulement l'assemblage de (H3-H4)2 tétramères sur l'ADN nouvellement synthétisé, mais pourrait également réguler la formation initiale de tétrasomes en réponse à certaines modifications des histones. Les chaperons candidats impliqués dans le recyclage de ces H3-H4 modifiés sont MCM2 et ASF1, comme indiqué dans l'introduction. Ainsi, les avancées récentes décrites ici sont compatibles avec un modèle dans lequel CAF-1 agit comme un accepteur de dimères H3-H4 parentaux modifiés ou natifs pour le recyclage des histones pendant la réplication. En raison du mécanisme de dépôt coordonné, les propriétés biochimiques de CAF-1 pourraient aider à garantir que les dimères d'histones transférés simultanément soient rapidement réassemblés sur l'ADN. Dans un tel cas, le CAF-1 pourrait remplir un double rôle, à savoir de novo l'assemblage ainsi que le recyclage des parents (H3–H4)2 tétramères.


Quand se produit la synthèse des histones en relation avec la réplication de l'ADN ? - La biologie

L'élongation synthétise le pré-ARNm dans une direction 5'8242 à 3'8242 et la terminaison se produit en réponse aux séquences et aux signaux de terminaison.

Objectifs d'apprentissage

Décrire ce qui se passe pendant l'allongement et la terminaison de la transcription

Points clés à retenir

Points clés

  • L'ARN polymérase II (RNAPII) transcrit la majeure partie des gènes eucaryotes.
  • Pendant l'élongation, la machinerie de transcription doit écarter les histones chaque fois qu'elle rencontre un nucléosome.
  • L'élongation de la transcription se produit dans une bulle d'ADN déroulé, où l'ARN polymérase utilise un brin d'ADN comme matrice pour catalyser la synthèse d'un nouveau brin d'ARN dans la direction 5 & 8242 à 3 & 8242.
  • L'ARN polymérase I et l'ARN polymérase III terminent la transcription en réponse à des séquences de terminaison spécifiques dans l'ADN en cours de transcription (ARN polymérase I) ou dans l'ARN nouvellement synthétisé (ARN polymérase III).
  • L'ARN polymérase II termine la transcription à des emplacements aléatoires après la fin du gène en cours de transcription. L'ARN nouvellement synthétisé est clivé à un emplacement spécifié par la séquence et libéré avant la fin de la transcription.

Mots clés

  • nucléosome: l'une des sous-unités qui répètent dans la chromatine une bobine d'ADN entourant un noyau d'histone
  • histone: l'une quelconque des diverses protéines hydrosolubles simples qui sont riches en acides aminés basiques lysine et arginine et sont complexées avec l'ADN dans les nucléosomes de la chromatine eucaryote
  • chromatine: un complexe d'ADN, d'ARN et de protéines dans le noyau cellulaire à partir duquel les chromosomes se condensent pendant la division cellulaire

Transcription par les nucléosomes

Après la formation du complexe de pré-initiation, la polymérase est libérée des autres facteurs de transcription et l'élongation peut se poursuivre avec la polymérase synthétisant l'ARN dans le sens 5′ à 3′. L'ARN polymérase II (RNAPII) transcrit la majeure partie des gènes eucaryotes, cette section se concentrera donc principalement sur la façon dont cette polymérase spécifique accomplit l'élongation et la terminaison.

Bien que le processus enzymatique d'élongation soit essentiellement le même chez les eucaryotes et les procaryotes, la matrice d'ADN eucaryote est plus complexe. Lorsque les cellules eucaryotes ne se divisent pas, leurs gènes existent sous la forme d'une masse diffuse, mais toujours largement emballée et compactée, d'ADN et de protéines appelées chromatine. L'ADN est étroitement emballé autour de protéines d'histone chargées à des intervalles répétés. Ces complexes ADN-histones, appelés collectivement nucléosomes, sont régulièrement espacés et comprennent 146 nucléotides d'ADN enroulés deux fois autour des huit histones dans un fil semblable à un nucléosome autour d'une bobine.

Pour que la synthèse des polynucléotides se produise, la machinerie de transcription doit écarter les histones chaque fois qu'elle rencontre un nucléosome. Ceci est accompli par un dimère protéique spécial appelé FACT, qui signifie « facilitates chromatin transcription ». des histones H2A et H2B est supprimée.) Cela relâche probablement suffisamment l'ADN enroulé autour de ce nucléosome pour que l'ARN polymérase II puisse se transcrire à travers celui-ci. FACT réassemble le nucléosome derrière l'ARN polymérase II en lui renvoyant les histones manquantes. L'ARN polymérase II continuera à allonger l'ARN nouvellement synthétisé jusqu'à la fin de la transcription.

Le dimère de protéine FACT permet à l'ARN polymérase II de se transcrire à travers l'ADN conditionné: L'ADN des eucaryotes est emballé dans des nucléosomes, qui consistent en un octomère de 4 protéines histones différentes. Lorsque l'ADN est étroitement enroulé deux fois autour d'un nucléosome, l'ARN polymérase II ne peut pas y accéder pour la transcription. FACT supprime deux des histones du nucléosome immédiatement avant l'ARN polymérase, desserrant l'emballage afin que l'ARN polymérase II puisse continuer la transcription. FACT réassemble également le nucléosome immédiatement derrière l'ARN polymérase en renvoyant les histones manquantes.

Élongation

L'ARN polymérase II est un complexe de 12 sous-unités protéiques. Des sous-unités spécifiques au sein de la protéine permettent à l'ARN polymérase II d'agir comme sa propre hélicase, pince coulissante, protéine de liaison à l'ADN simple brin, ainsi que d'effectuer d'autres fonctions. Par conséquent, l'ARN polymérase II n'a pas besoin d'autant de protéines accessoires pour catalyser la synthèse de nouveaux brins d'ARN pendant l'élongation de la transcription que l'ADN polymérase pour catalyser la synthèse de nouveaux brins d'ADN pendant l'élongation de la réplication.

Cependant, l'ARN polymérase II a besoin d'une grande collection de protéines accessoires pour initier la transcription au niveau des promoteurs de gènes, mais une fois que l'ADN double brin dans la région de début de transcription a été déroulé, l'ARN polymérase II a été positionnée au niveau du nucléotide d'initiation +1, et a commencé à catalyser la synthèse de nouveaux brins d'ARN, l'ARN polymérase II efface ou « échappe » la région du promoteur et laisse derrière elle la plupart des protéines d'initiation de la transcription.

Toutes les ARN polymérases se déplacent le long du brin d'ADN matrice dans la direction 3′ à 5′ et catalysent la synthèse de nouveaux brins d'ARN dans la direction 5′ à 3′, ajoutant de nouveaux nucléotides à l'extrémité 3′ de la croissance brin d'ARN.

Les ARN polymérases déroulent l'ADN double brin devant elles et permettent à l'ADN déroulé derrière elles de se rembobiner. En conséquence, la synthèse du brin d'ARN se produit dans une bulle de transcription d'environ 25 bases d'ADN déroulées. Seuls environ 8 nucléotides d'ARN nouvellement synthétisé restent appariés par base à l'ADN matrice. Le reste des molécules d'ARN tombe de la matrice pour permettre à l'ADN derrière elle de se rembobiner.

Les ARN polymérases utilisent le brin d'ADN en dessous d'elles comme matrice pour indiquer quel nucléotide ajouter à l'extrémité 3 & 8242 du brin d'ARN en croissance à chaque point de la séquence. L'ARN polymérase se déplace le long de l'ADN matrice un nucléotide à la fois. Quel que soit le nucléotide d'ARN capable de s'apparier avec le nucléotide matrice sous l'ARN polymérase, c'est le prochain nucléotide à ajouter. Une fois que l'ajout d'un nouveau nucléotide à l'extrémité 3 & 8242 du brin en croissance a été catalysé, l'ARN polymérase passe au nucléotide d'ADN suivant sur le modèle situé en dessous. Ce processus se poursuit jusqu'à la fin de la transcription.

Résiliation

Terminaison de la transcription par l'ARN polymérase II sur un gène codant pour une protéine.: L'ARN polymérase II n'a pas de signaux spécifiques qui terminent sa transcription. Dans le cas des gènes codant pour une protéine, un complexe protéique se liera à deux emplacements sur le pré-ARNm en croissance une fois que l'ARN polymérase aura été transcrite au-delà de la fin du gène. CPSF dans le complexe se liera à une séquence AAUAAA, et CstF dans le complexe se liera à une séquence riche en GU (figure du haut). Le CPSF dans le complexe clivera le pré-ARNm sur un site entre les deux séquences liées, libérant le pré-ARNm (figure du milieu). La poly(A) polymérase fait partie du même complexe et commencera à ajouter une queue poly-A au pré-ARNm. Dans le même temps, la protéine Xrn2, qui est une exonucléase, attaque l'extrémité 5′ du brin d'ARN encore associée à l'ARN polymérase. Xrn2 commencera à digérer la partie non libérée de l'ARN nouvellement synthétisé jusqu'à ce que Xrn2 atteigne l'ARN polymérase, où il aide à déplacer l'ARN polymérase du brin d'ADN matrice. Cela termine la transcription à un endroit aléatoire en aval de la véritable extrémité du gène (figure du bas).

La terminaison de la transcription est différente pour les trois ARN polymérases eucaryotes différentes.

Les gènes de l'ARNr ribosomique transcrits par l'ARN polymérase I contiennent une séquence spécifique de paires de bases (11 pb de long chez l'homme et 18 pb chez la souris) qui est reconnue par une protéine de terminaison appelée TTF-1 (Transcription Termination Factor for RNA Polymerase I.) Cette protéine se lie l'ADN au niveau de sa séquence de reconnaissance et bloque la transcription ultérieure, provoquant le désengagement de l'ARN polymérase I du brin d'ADN matrice et la libération de son ARN nouvellement synthétisé.

Les gènes codant pour la protéine, l'ARN structurel et l'ARN régulateur transcrits par l'ARN Polymerse II manquent de signaux ou de séquences spécifiques qui ordonnent à l'ARN Polymerase II de se terminer à des emplacements spécifiques. L'ARN polymérase II peut continuer à transcrire l'ARN de quelques pb à des milliers de pb après la fin réelle du gène. Cependant, le transcrit est clivé sur un site interne avant que l'ARN polymérase II ne termine la transcription. Cela libère la partie en amont du transcrit, qui servira d'ARN initial avant un traitement ultérieur (le pré-ARNm dans le cas des gènes codant pour les protéines.) Ce site de clivage est considéré comme l'"extrémité" du gène. Le reste du transcrit est digéré par une 5′-exonucléase (appelée Xrn2 chez l'homme) alors qu'il est encore en cours de transcription par l'ARN polymérase II. Lorsque la 5′-exonulease rattrape l'ARN polymérase II en digérant tout l'ARN en surplomb, elle aide à désengager la polymérase de son brin matrice d'ADN, mettant enfin fin à ce cycle de transcription.

Dans le cas des gènes codant pour des protéines, le site de clivage qui détermine l'"extrémité" du pré-ARNm émergent se produit entre une séquence AAUAAA en amont et une séquence riche en GU en aval séparées par environ 40-60 nucléotides dans l'ARN émergent . Une fois ces deux séquences transcrites, une protéine appelée CPSF chez l'homme se lie à la séquence AAUAAA et une protéine appelée CstF chez l'homme se lie à la séquence riche en GU. Ces deux protéines forment la base d'un complexe protéique compliqué qui se forme dans cette région avant que le CPSF ne clive le pré-ARNm naissant à un site situé à 10-30 nucléotides en aval du site AAUAAA. L'enzyme poly(A) polymérase qui catalyse l'ajout d'une queue poly-A 3 & 8242 sur le pré-ARNm fait partie du complexe qui se forme avec CPSF et CstF.

Les gènes d'ARNt, d'ARNr 5S et d'ARN structuraux transcrits par l'ARN polymérase III ont un signal de terminaison pas entièrement compris. Les ARN transcrits par l'ARN polymérase III ont un court tronçon de quatre à sept U&8217 à leur extrémité 3&8242. Cela déclenche en quelque sorte l'ARN polymérase III à la fois pour libérer l'ARN naissant et se désengager du brin d'ADN matrice.