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Comment propager une communauté de bactéries anaérobies prélevées dans la boue d'une tourbière ?

Comment propager une communauté de bactéries anaérobies prélevées dans la boue d'une tourbière ?



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Je fais des recherches sur les bactéries anaérobies. À l'automne, j'ai prélevé des échantillons de boue dans une tourbière et j'ai travaillé avec eux, mais je n'en ai pas pris assez. Maintenant, l'hiver est arrivé (je suis au Canada) et toutes les tourbières sont gelées. J'ai besoin de plus de matériel pour travailler - est-il possible de faire moi-même un mélange de boue et de transmettre les bactéries ? Si oui, quelqu'un pourrait-il m'aider avec les ratios de mélange? La contamination est-elle un problème ici (je suppose que non) ? Et combien de temps la propagation prendrait-elle?


CONDITIONS PRÉALABLES

La colonne est construite dans un grand récipient en verre transparent ou en plastique. Les bouteilles hautes à col large sont probablement les meilleures, mais les bouteilles de soda de 2 L sont faciles à obtenir en grand nombre et feront l'affaire. Pratiquement n'importe quel récipient à peu près cylindrique servira, même des récipients aussi divers que des pots d'olives, des bouteilles de vin et des bonbonnes de vingt litres. La colonne est construite dans un grand récipient en verre transparent ou en plastique. Les bouteilles hautes à col large sont probablement les meilleures, mais les bouteilles de soda de 2 L sont faciles à obtenir en grand nombre et feront l'affaire. Pratiquement n'importe quel récipient à peu près cylindrique servira, même des récipients aussi divers que des pots d'olives, des bouteilles de vin et des bonbonnes de vingt litres. La colonne est construite dans un grand récipient en verre transparent ou en plastique. Les bouteilles hautes à col large sont probablement les meilleures, mais les bouteilles de soda de 2 L sont faciles à obtenir en grand nombre et feront l'affaire. Pratiquement n'importe quel récipient à peu près cylindrique servira, même des récipients aussi divers que des pots d'olives, des bouteilles de vin et des bonbonnes de vingt litres.

La colonne est remplie de terre ou de boue provenant de pratiquement n'importe quelle source et d'eau provenant de la même source ou d'une source différente. Dans la mesure du possible, les élèves devraient collecter leur propre boue et eau dans un lac ou un étang local, afin qu'ils aient une idée de l'habitat naturel à partir duquel ces matériaux ont été obtenus.

J. Lennox, Penn State Altoona

La boue ou la terre peuvent être ramassées à tout moment de l'année. La boue d'étang recueillie à travers la glace au milieu de l'hiver a produit de belles colonnes. Les pierres et les bâtons doivent être enlevés par tamisage ou à la main. L'eau peut être collectée à partir de la même source, mais de l'eau distillée ou de l'eau du robinet fera également l'affaire.

J. Lennox, Penn State Altoona

À ces composants naturels, l'étudiant ajoutera du carbone et du soufre supplémentaires. Ceux-ci peuvent être des matériaux utilisés lentement ou rapidement et les étudiants sont encouragés à utiliser leur propre imagination pour sélectionner les sources de carbone et de soufre.

Au-dessus du sol se trouve une couche d'eau représentant l'étang lui-même, et la colonne est généralement couverte (mais pas scellée) pour retarder l'évaporation. Toute pellicule de plastique commerciale fonctionne bien. Fixez le film plastique avec un élastique. Une fente ou deux doivent être placées dans l'emballage pour permettre l'échange de gaz. La colonne entière est ensuite éclairée pour favoriser la croissance des phototrophes. Les colonnes doivent être placées dans un endroit bien ventilé car elles peuvent sentir jusqu'à ce qu'elles se stabilisent. La croissance des micro-organismes qui en résulte peut être assez spectaculaire et colorée. La source lumineuse peut être un sujet de discussion pour les élèves. Les sources lumineuses naturelles ou au tungstène fonctionneront, bien que les différents spectres de chacune affecteront la nature des bactéries sélectionnées.

Les habitants les plus évidents de la colonne sont les phototrophes aérobies et anaérobies, mais on trouve également une vaste gamme d'hétérotrophes. La présence systématique de méthanogènes en fait un exercice utile pour élargir la diversité microbienne du laboratoire d'introduction à la microbiologie.

Il existe également des colonnes Winogradsky à plaques plates qui offrent de grandes surfaces pour le développement des biofilms et sont excellentes pour la tenue de dossiers photographiques. Voir : http://www.anaerobesystems.com.

La procédure détaillée pour la construction de la colonne Winogradsky peut être trouvée dans les instructions pour les étudiants disponibles à Instructions détaillées pour les étudiants sous Pièces jointes.

    Mélanger la boue/le sol avec les sources de carbone et de soufre souhaitées. REMARQUE DE SÉCURITÉ : Il n'y a pas de moyen facile de déterminer si la boue que les élèves collectent est contaminée par des eaux usées, des déchets agricoles, des métaux lourds ou d'autres matières toxiques. Demandez à vos élèves de porter des gants en latex ou en vinyle lors du mélange des matériaux et de l'emballage de la colonne.

Sources de carbone possibles :

Sources de soufre possibles :

Encore une fois, utilisez votre imagination. Le soufre élémentaire, le sulfate de calcium, le sulfate de magnésium, les œufs crus ou durs et le fromage ont tous été utilisés avec succès.

Structure et physiologie de la colonne :

J. Lennox, Penn State Altoona


La colonne d'eau en surface est en contact avec l'atmosphère et est donc aérobie mais elle devient de plus en plus anaérobie avec la profondeur. La couche superficielle de la colonne peut produire un biofilm d'air liquide aérobie (pellicule) qui peut être échantillonné en plongeant une lamelle dans la colonne et en soulevant une partie du film de l'eau.

Dans la base hautement anaérobie de la colonne, la décomposition et l'activité des bactéries sulfato-réductrices entraînent la production de sulfure d'hydrogène gazeux. Ce gradient d'hydrogène sulfuré diminue vers le haut de la colonne. Ces deux gradients (oxygène et sulfure d'hydrogène) agissant dans des directions opposées, créent une gamme continue d'habitats sélectifs pour une variété de micro-organismes.

J. Lennox, Penn State Altoona

Typiquement, les parties inférieures de la colonne sont colonisées par des bactéries de soufre photoautotrophes vertes et violettes. La surface aérobie de la colonne est occupée par des cyanobactéries oxygénées. Juste en dessous de la surface, les bactéries phototrophes violettes non soufrées prédominent.

La majorité des bactéries sont localisées dans un film mince entre le substrat de terre/boue et la paroi du conteneur. Lors de l'utilisation de récipients en plastique tels que des bouteilles de boisson gazeuse de deux litres, ces bactéries peuvent être échantillonnées en insérant une aiguille à travers la paroi du récipient, ou en congelant la colonne et en coupant dans la colonne avec un couteau utilitaire et des cisailles pour exposer la couche de surface de la colonne.

Les colonnes cylindriques en plastique, telles que celles fournies par Carolina Biological, peuvent être congelées et tout le contenu peut être extrudé sous pression.

J. Lennox, Penn State Altoona

J. Lennox, Penn State Altoona


LE SOL VIVANT : LES BACTÉRIES

Les bactéries sont de minuscules organismes unicellulaires, généralement de 4/100 000 de pouce de large (1 micromètre) et un peu plus longs. Ce que les bactéries manquent de taille, elles le composent en nombre. Une cuillère à café de sol productif contient généralement entre 100 millions et 1 milliard de bactéries. C'est autant de masse que deux vaches par acre.

Une tonne de bactéries microscopiques peut être active dans chaque acre de sol.

Crédit : Michael T. Holmes, Université d'État de l'Oregon, Corvallis. Veuillez contacter la Soil and Water Conservation Society au [email protected] pour obtenir de l'aide sur les images protégées par le droit d'auteur (créditées).

Les bactéries parsèment la surface des brins d'hyphes fongiques.

Crédit : R. Campbell. Dans R. Campbell. 1985. Microbiologie végétale. Edward Arnold Londres. P. 149. Réimprimé avec la permission de Cambridge University Press. Veuillez contacter la Soil and Water Conservation Society à [email protected] pour obtenir de l'aide sur les images protégées par le droit d'auteur (créditées).

Les bactéries se répartissent en quatre groupes fonctionnels. La plupart sont des décomposeurs qui consomment des composés carbonés simples, tels que des exsudats de racines et de la litière de plantes fraîches. Par ce processus, les bactéries convertissent l'énergie de la matière organique du sol en des formes utiles au reste des organismes du réseau trophique du sol. Un certain nombre de décomposeurs peuvent décomposer les pesticides et les polluants dans le sol. Les décomposeurs sont particulièrement importants pour immobiliser ou retenir les nutriments dans leurs cellules, empêchant ainsi la perte de nutriments, tels que l'azote, de la zone d'enracinement.

Un deuxième groupe de bactéries sont les mutualistes qui forment des partenariats avec les plantes. Les plus connues d'entre elles sont les bactéries fixatrices d'azote. Le troisième groupe de bactéries est le agents pathogènes. Les agents pathogènes bactériens comprennent Xymomonas et Erwinia espèces et espèces de Agrobactérie qui provoquent la formation de galles chez les plantes. Un quatrième groupe, appelé lithotrophes ou chimioautotrophes, tire son énergie de composés d'azote, de soufre, de fer ou d'hydrogène au lieu de composés de carbone. Certaines de ces espèces sont importantes pour le cycle de l'azote et la dégradation des polluants.

Que font les bactéries ?

Les bactéries des quatre groupes rendent des services importants liés à la dynamique de l'eau, au cycle des nutriments et à la suppression des maladies. Certaines bactéries affectent le mouvement de l'eau en produisant des substances qui aident à lier les particules de sol en petits agrégats (ceux d'un diamètre de 1/10 000 à 1/100 de pouce ou de 2 à 200 micromètres). Les agrégats stables améliorent l'infiltration de l'eau et la capacité de rétention d'eau du sol. Dans une communauté bactérienne diversifiée, de nombreux organismes entreront en compétition avec les organismes pathogènes dans les racines et sur les surfaces aériennes des plantes.

Quelques bactéries importantes

Bactéries fixatrices d'azote forment des associations symbiotiques avec les racines des légumineuses comme le trèfle et le lupin, et des arbres comme l'aulne et le criquet. Des nodules visibles sont créés là où les bactéries infectent les poils absorbants en croissance. La plante fournit des composés carbonés simples aux bactéries, et les bactéries convertissent l'azote (N2) de l'air en une forme que la plante hôte peut utiliser. Lorsque les feuilles ou les racines de la plante hôte se décomposent, l'azote du sol augmente dans la zone environnante.

Bactéries nitrifiantes changer l'ammonium (NH4+) en nitrite (NO2-) puis en nitrate (NO3-) et ndash une forme préférée d'azote pour les graminées et la plupart des cultures en rangs. Les nitrates étant lessivés plus facilement du sol, certains agriculteurs utilisent des inhibiteurs de nitrification pour réduire l'activité d'un type de bactéries nitrifiantes. Les bactéries nitrifiantes sont supprimées dans les sols forestiers, de sorte que la majeure partie de l'azote reste sous forme d'ammonium.

Bactéries dénitrifiantes convertir le nitrate en azote (N2) ou en oxyde nitreux (N2O) gazeux. Les dénitrifiants sont anaérobies, ce qui signifie qu'ils sont actifs là où l'oxygène est absent, comme dans les sols saturés ou à l'intérieur des agrégats du sol.

Actinomycètes sont un grand groupe de bactéries qui se développent sous forme d'hyphes comme les champignons. Ils sont responsables de l'odeur caractéristique « de terre » d'un sol sain et fraîchement retourné. Les actinomycètes décomposent un large éventail de substrats, mais sont particulièrement importants dans la dégradation des composés récalcitrants (difficiles à décomposer), tels que la chitine et la cellulose, et sont actifs à des niveaux de pH élevés. Les champignons sont plus importants dans la dégradation de ces composés à faible pH. Un certain nombre d'antibiotiques sont produits par des actinomycètes tels que Streptomyces.

Des nodules se sont formés là où la bactérie Rhizobium a infecté les racines de soja.

Crédit : Stephen Temple, Université d'État du Nouveau-Mexique. Veuillez contacter la Soil and Water Conservation Society à [email protected] pour obtenir de l'aide sur les images protégées par le droit d'auteur (créditées).

Les actinomycètes, comme ce Streptomyces, donnent au sol son odeur "terreuse".

Crédit : n°14 de Jeu de diapositives sur la microbiologie et la biochimie des sols. 1976. J.P. Martin et al., éd. SSSA, Madison, WI. Veuillez contacter la Soil and Water Conservation Society à [email protected] pour obtenir de l'aide sur les images protégées par le droit d'auteur (créditées).

Où sont les bactéries ?

Diverses espèces de bactéries se développent sur différentes sources de nourriture et dans différents microenvironnements. En général, les bactéries sont plus compétitives lorsque des substrats labiles (faciles à métaboliser) sont présents. Cela comprend les résidus de jeunes plantes fraîches et les composés trouvés près des racines vivantes. Les bactéries sont particulièrement concentrées dans la rhizosphère, la région étroite à côté et dans la racine. Il est prouvé que les plantes produisent certains types d'exsudats racinaires pour favoriser la croissance de bactéries protectrices.

Les bactéries modifient l'environnement du sol dans la mesure où l'environnement du sol favorisera certaines communautés végétales par rapport à d'autres. Avant que les plantes puissent s'établir sur des sédiments frais, la communauté bactérienne doit d'abord s'établir, en commençant par les bactéries photosynthétiques. Ceux-ci fixent l'azote et le carbone atmosphériques, produisent de la matière organique et immobilisent suffisamment d'azote et d'autres nutriments pour initier des processus de cycle de l'azote dans le jeune sol. Ensuite, les espèces végétales en début de succession peuvent se développer. Au fur et à mesure que la communauté végétale est établie, différents types de matière organique pénètrent dans le sol et modifient le type de nourriture disponible pour les bactéries. À son tour, la communauté bactérienne modifiée modifie la structure du sol et l'environnement pour les plantes. Certains chercheurs pensent qu'il peut être possible de contrôler les espèces végétales dans un lieu en gérant la communauté bactérienne du sol.

Biographie de bogue : bactéries qui favorisent la croissance des plantes

Par Ann Kennedy, Service de recherche agricole de l'USDA, Pullman, WA

Certaines souches de la bactérie du sol Pseudomonas fluorescens ont une activité antifongique qui inhibe certains agents pathogènes des plantes. P. fluorescens et d'autres espèces de Pseudomonas et Xanthomonas peuvent augmenter la croissance des plantes de plusieurs manières. Ils peuvent produire un composé qui inhibe la croissance des agents pathogènes ou réduit l'invasion de la plante par un agent pathogène. Ils peuvent également produire des composés (facteurs de croissance) qui augmentent directement la croissance des plantes.

Ces bactéries favorisant la croissance des plantes sont présentes naturellement dans les sols, mais pas toujours en nombre suffisant pour avoir un effet dramatique. À l'avenir, les agriculteurs pourront peut-être inoculer les semences avec des bactéries antifongiques, telles que P. fluorescens, pour s'assurer que les bactéries réduisent les agents pathogènes autour de la graine et de la racine de la culture.


Physiopathologie

Staphylococcus aureus est un cocci à Gram positif, catalase positif et coagulase positive en grappes. S. aureus peut provoquer des maladies inflammatoires, notamment des infections cutanées, une pneumonie, une endocardite, une arthrite septique, une ostéomyélite et des abcès. S. aureus peut également provoquer un syndrome de choc toxique (TSST-1), un syndrome de la peau ébouillantée (toxine exfoliative et une intoxication alimentaire (entérotoxine).

Staphylococcus epidermidis਎st un cocci à Gram positif, catalase positif, coagulase négative en grappes et sensible à la novobiocine. S. epidermidis infecte couramment les prothèses et les cathéters IV produisant des biofilms. Staphylococcus saprophyticusIl est résistant à la novobiocine et constitue une flore normale du tractus génital et du périnée. S. saprophyticus représente la deuxième cause d'infection urinaire non compliquée (IVU). 

Streptococcus pneumoniaeIl s'agit d'un diplocoque à Gram positif, encapsulé, en forme de lancette, causant le plus souvent une otite moyenne, une pneumonie, une sinusite et une méningite. Streptocoque viridans਌onsiste en Strep. mutant਎t Mitis streptococcique trouvés dans la flore normale de l'oropharynx provoquent généralement des caries dentaires et une endocardite bactérienne subaiguë (Strep. sanguinis).

Streptocoque pyogèneC'est un cocci à Gram positif du groupe A qui peut provoquer des infections pyogènes (pharyngite, cellulite, impétigo, érysipèle), des infections toxigènes (scarlatine, fasciite nécrosante) et des infections immunologiques (glomérulonéphrite et rhumatisme articulaire aigu). Le titre ASO détecte S. pyogenes infections.

Streptococcus agalactiae est un cocci du groupe B à Gram positif qui colonise le vagin et se trouve principalement chez les bébés. Les femmes enceintes ont besoin d'un dépistage du streptocoque du groupe B (SGB) entre 35 et 37 semaines de gestation.

Les entérocoques sont des cocci à Gram positif du groupe D que l'on trouve principalement dans la flore colique et qui peuvent provoquer des infections des voies biliaires et des infections urinaires. Les entérocoques résistants à la vancomycine (ERV) sont une cause importante d'infections nosocomiales.

Clostridia est une tige sporulée à Gram positif composée de C. tetani, C. botulinum, C. perfringens, et C. difficile. C. difficile est souvent secondaire à l'utilisation d'antibiotiques (clindamycine/ampicilline), à ​​l'utilisation d'IPP et à une hospitalisation récente. Le traitement repose principalement sur la vancomycine orale.

Bacillus anthracis est un bâtonnet sporulé à Gram positif qui produit de la toxine charbonneuse entraînant un ulcère avec une escarre noire. Bacillus cereus est un bâtonnet à Gram positif qui peut être acquis à partir de spores survivant du riz insuffisamment cuit ou réchauffé. Les symptômes comprennent des nausées, des vomissements et une diarrhée aqueuse non sanglante. 

Corynebacterium diphtheria est un bâtonnet à Gram positif en forme de massue qui peut provoquer une pharyngite pseudomembraneuse, une myocardite et des arythmies. Les vaccins toxoïdes préviennent la diphtérie.

Listeria monocytogenes est un bâtonnet à Gram positif acquis par ingestion de charcuterie froide et de produits laitiers non pasteurisés ou par transmission vaginale lors de l'accouchement. Listeria peut provoquer une méningite néonatale, une méningite chez les patients immunodéprimés, une gastro-entérite et une septicémie. Le traitement comprend l'ampicilline. 


Discussion — approches analytiques pour la quantification de la biomasse

La croissance microbienne au cours d'une culture doit être surveillée. La quantification de la biomasse peut être ciblée en utilisant des approches hors ligne, en ligne et/ou en ligne. L'utilisation du comptage cellulaire direct hors ligne, y compris le dénombrement microscopique, le dénombrement électronique et FACS, implique la possibilité de compter les microbes dans les milieux liquides, bien que seul un volume d'échantillon représentatif soit utilisé pour déterminer le nombre de cellules. Les techniques de comptage cellulaire direct facilitent la détermination des microbes dans les milieux liquides sans exigence de turbidité par rapport à la technique de diffusion de la lumière. Dans des conditions idéales, les caractéristiques du milieu ne devraient pas affecter la quantification des microbes dans le milieu, bien que les composants du milieu puissent entraver la quantification des microbes, par ex. des échantillons de digesteur ou de fumier, car ils sont pour la plupart sombres et de haute viscosité. Pour surmonter l'obscurité ou la viscosité, les échantillons peuvent être dilués, ce qui doit être pris en compte plus tard lors de l'élucidation de la quantité de cellules. Si une dilution n'est pas applicable, des techniques de détermination indirecte de la biomasse basées sur la consommation de substrat, la formation de produits ou les études de viabilité de la biomasse peuvent être utilisées. De plus, des composés de milieux complexes ou des substances polymères peuvent également entraver une quantification correcte (Reischl et al. 2018b). Le dénombrement microscopique est plus rentable que le dénombrement électronique et le FACS, bien que la susceptibilité aux erreurs soit augmentée. La détermination de la croissance par la technique du nombre le plus probable est facile à réaliser. Bien qu'il présente certains inconvénients par rapport au comptage cellulaire direct, les contaminations ne sont pas détectables, les cellules ne sont pas comptées et seule la quantité de cellules viables est estimée. La détermination de la croissance sur des milieux solides pourrait être effectuée par comptage de colonies. Le comptage des colonies ne permet pas d'élucider le nombre réel de cellules. Au lieu de cela, la croissance est indiquée par des colonies qui doivent être comptées. Au lieu de compter les colonies, la détermination du poids humide et sec peut être élucidée. Cette méthode ne donne qu'un aperçu de l'augmentation ou de la diminution du poids et aucune détermination précise du nombre de cellules. De plus, des mesures de DO doivent être effectuées. Lors de la réalisation de mesures de DO, l'absorption du milieu doit également être prise en compte. Selon l'objectif et le budget disponible, différentes applications sont possibles.

Les mesures de biomasse en ligne offrent la possibilité de surveiller la croissance microbienne en temps réel. Les capteurs optiques détectent directement les cellules, ainsi les signaux générés par les capteurs optiques dépendent fortement de la morphologie cellulaire, ce qui pourrait également produire des réponses erronées. Alors que les capteurs optiques à fluorescence mesurent la fluorescence à vie émise par les microbes, ici seuls les microbes viables peuvent être détectés (Coppella et Rao 1990 Farabegoli et al. 2003). La spectroscopie d'impédance électrochimique à basse fréquence (EIS) peut être utilisée comme outil de processus en ligne pour surveiller les concentrations de cellules viables pendant les cultures. La croissance microbienne pourrait également être quantifiée en utilisant une stratégie de modélisation pour estimer l'augmentation de la biomasse au cours du processus de culture. Cette stratégie est rentable car tous les paramètres (par exemple, la biomasse, le substrat et le produit) ne doivent pas être détectés par un seul appareil. L'espace pour les appareils de mesure dans les cuves de culture étant limité, cette stratégie de modélisation pourrait améliorer le suivi du processus de culture. Le modèle ADM1 a été spécifiquement développé pour la modélisation des bioprocédés de digestion anaérobie. Cette stratégie de modélisation est bien appliquée et d'autres avancées ont été envisagées.


2. Matériels et méthodes

2.1 Sites d'échantillonnage

Des échantillons de litière ont été obtenus à partir d'une épinette (Picea abies L.) et un hêtre et chêne adjacent (Fagus sylvatica L., 80% Quercus petraeae L., 20%) forêt sur grès située dans la forêt de Steigerwald dans le centre-est de l'Allemagne. Les sols des deux sites étaient des cambisols (classification FAO) avec une texture limono-sableuse et un type d'humus modéré. Les échantillons ont été prélevés d'avril à octobre 1998. Les couches supérieures de litière et de sol (horizon L et A, respectivement) ont été recueillies dans des sacs en plastique, transportées réfrigérées au laboratoire et utilisées dans les 24 h.

2.2 Analyse du sol et de la litière

Les pH de la litière (horizon L) et du sol minéral (horizon A) des sites forestiers d'épinettes et de hêtres ont été déterminés comme décrit précédemment [15] et étaient en moyenne de 5,0 et 5,1 pour la litière et de 4,7 et 4,3 pour le sol minéral, respectivement. Les poids secs des échantillons de litière ont été obtenus par pesée avant et après séchage à 60°C pendant 4 jours. Pour l'analyse du carbone total (Ctot) et l'azote total (Ntot) contenu de la litière, les échantillons séchés ont été homogénéisés dans un broyeur rotatif (MM2, Retsch, Allemagne), et Ctot et ntot ont été mesurés avec un analyseur d'éléments (CHN-O-rapid, Foss Heraeus, Hanau, Allemagne). Ctot, Ntot, et le rapport C/N dans la litière de conifères était en moyenne de 457,6 (mg g -1 ), 17,4 (mg g -1 ) et 26,5, respectivement. Ctot, Ntot, et le rapport C/N dans la litière de feuillus feuillus étaient de 445,2 (mg g -1 ), 16,5 (mg g -1 ) et 27,0, respectivement. Ce sont les moyennes de cinq répétitions.

2.3 Microcosmes de litière anoxique

Pour les études en microcosme, 10 g de poids sec de litière de conifères ou de feuilles caduques ont été versés dans des conditions stériles dans des flacons d'infusion de 500 ml (Merck ABS, Dietikon, Suisse). Pour établir des conditions anoxiques, les bouteilles ont été évacuées et rincées avec N2 trois fois. Pour étudier les activités microbiennes anaérobies initiales, 50 ml (ratio 1:5 w:v) de N2-De l'eau gazeuse, anoxique, stérile et désionisée a été ajoutée aux microcosmes de la litière à l'intérieur d'une chambre anaérobie (Megaplex, Grenchen, Suisse 100% N2 phase gazeuse). Pour étudier les capacités microbiennes anaérobies à long terme, 80 ml (ratio 1:8 w:v) de N2- de l'eau gazeuse, anoxique, stérile et déminéralisée a été ajoutée pour assurer les prélèvements liquides pendant 71 jours d'incubation. Les bouteilles étaient fermées avec des bouchons en caoutchouc et des bouchons à vis. La phase gazeuse initiale était soit N2 (100 vol%) ou un mélange de N2, H2 et Cie2 (72:20:8% en volume) avec une surpression initiale de 25-30 kPa à température ambiante. Les substrats ont été ajoutés sous forme de gaz stérile ou à partir de solutions mères stériles anoxiques. De l'eau anoxique, stérile et désionisée a été ajoutée aux témoins. Les microcosmes ont été incubés horizontalement dans l'obscurité à 15°C en trois répétitions. Les données sont exprimées en moyennes ± S.D.

2.4 Milieux de culture

Milieu anoxique indéfini (UManoxique) a été préparé avec une technique de Hungate modifiée [ 30] et contenu en mg l −1 : NaHCO3, 7500 KH2Bon de commande4, 500 MgCl2·6H2O, 50 NaCl, 400 NH4Cl, 400 CaCl2·2H2O, 10 extrait de levure, 1000 solution d'oligo-éléments [ 31], 5,0 ml de solution de vitamine B [ 31], 5,0 ml. La phase gazeuse était à 100 % de CO2, et le pH après autoclavage avoisinait 7,0. Milieu défini anoxique (DManoxique) était UManoxique sans extrait de levure.

Bouillon de soja tryptique anoxique (TSBanoxique) (Difco Laboratories, Detroit, MI, USA) et le bouillon de soja tryptique oxique (TSBoxique) ne contenaient pas de dextrose et ont été dilués à 1:10 jusqu'à une concentration finale de 2750 mg de poudre de TSB l -1 les pH des deux milieux ont été ajustés à 7,0 avant l'autoclavage. Les phases gazeuses pour le TSBanoxique et le BSToxique étaient 100 % N2 et l'air, respectivement.

Le milieu de matière organique extractible à l'eau (WEOM) contenait une solution minérale anoxique et un concentré de matière organique extractible à l'eau dans un rapport de 8:1 (v/v). La solution minérale contenue dans mg l -1 : KH2Bon de commande4, 2680, K2HPO4, 73 MgCl2·6H2O, 50 NaCl, 400 NH4Cl, 400 CuCl2·2H20, 10. Le concentré a été préparé comme suit : 180 g de poids sec de chaque litière de conifères et de feuilles caduques ont été homogénéisés dans un mélangeur (Waring Commercial Blender, Bender et Holbein, Zürich, Suisse). 20 g supplémentaires de chaque litière de conifères et de feuilles caduques ont été écrasés avec un batteur à billes (Bead Beater Model 1107990, Biospec Products, USA) en utilisant des billes de verre (0,5 mm de diamètre). Les deux homogénats ont été mélangés, ajoutés à 4 l d'eau déminéralisée et placés sur un agitateur inversé pendant 16 h à 5°C. La suspension a été centrifugée (centrifugeuse Beckman J2-HS, Beckman, Fullerton, CA, États-Unis) et le surnageant a été filtré à travers des filtres en fibre de verre, congelé dans un bain d'acétone-glace sèche et lyophilisé (Christ ALPHA 1–4 lyophilisateur, Braun Biotech International, Allemagne). Les composés congelés séchés ont été redilués dans 400 ml d'eau désionisée et stérilisés par filtration dans des flacons d'infusion stériles sous une phase gazeuse à 100 % d'Ar. Le pH final avoisinait 5,0.

Pour la série de dilution, une solution minérale a été préparée qui contenait en mg l -1 : K2HPO4, 225 KH2Bon de commande4, 225 (NH4)2DONC4, 450 NaCl, 450 MgSO4·7H2O, 45 la solution a été distribuée sous un 100% CO2 phase gazeuse. Après autoclavage, le pH avoisinait 6,8.

2.5 Dénombrement des micro-organismes anaérobies

Avec les milieux utilisés, le nombre de cellules cultivées a été déterminé par la technique du nombre le plus probable (MPN) [32], comme décrit précédemment [22]. Tous les substrats et inhibiteurs ont été ajoutés à partir de solutions mères stériles. La température de culture pour tous les dénombrements était de 15°C. Tubes inoculés contenant H2 comme substrat ont été incubés horizontalement des tubes avec une phase gazeuse oxique ont été incubés sur un agitateur (environ 100 cycles min -1 ). Les tubes avec une phase gazeuse oxique ont été comptés positifs en mesurant la densité optique (DO660) les tubes avec une phase gazeuse anoxique ont été comptés positifs en mesurant la densité optique (DO660) et en mesurant la consommation de substrats et la formation de produits comme les LMMOA, les alcools ou les gaz. Des tubes MPN non ensemencés ont été utilisés comme témoins.

Les aérobies et les anaérobies hétérotrophes neutrophiles ont été estimés avec le BSToxique et le BSTanoxique, respectivement. H2- et les anaérobies utilisant la vanille ont été déterminés en UManoxique en évaluant la consommation de H supplémentaire2 (20 % en volume) ou vanille (3 mM). Tubes ensemencés avec UManoxique sans H supplémentaire2 ou de la vanille ont été utilisés comme témoins pour déterminer les produits microbiens de la fermentation d'extraits de levure. Les anaérobies utilisant l'éthanol et le lactate ont été déterminés dans la MSanoxique en évaluant la consommation de supplément d'éthanol (3 mM) ou de lactate (3 mM). Les anaérobies hétérotrophes tolérants à l'acide ont été estimés avec WEOM à pH 5. Pour différencier les bactéries et les champignons, soit du cycloheximide (500 μg ml -1 de milieu) soit un mélange d'agents antibactériens (300 μg de pénicilline ml -1 , 200 μg de streptomycine ml -1 , et 200 g de kanamycine ml -1 ) ont été ajoutés à WEOM pour inhiber la croissance des champignons et des bactéries, respectivement. Tous les tubes ont été incubés pendant 3 mois.

2.6 Techniques d'analyse

Les gaz de l'espace de tête ont été mesurés avec des chromatographes en phase gazeuse Hewlett-Packard Co. (Palo Alto, CA, USA) 5980 série II [26]. Les concentrations ont été corrigées pour le rapport volumique de la phase liquide à gazeux changeant en raison de l'échantillonnage de liquide (0,5 ml). Les acides aliphatiques, les alcools et les composés aromatiques ont été déterminés avec des chromatographes liquides à haute performance Hewlett-Packard 1090 série II [ 26].


Conclusion

Un intérêt croissant a émergé concernant l'écologie microbienne dans les tourbières tropicales suite à la reconnaissance de leur rôle de premier plan dans le cycle global du carbone et le changement climatique. À notre connaissance, il s'agit de la première étude de métabarcodage indépendante de la culture examinant l'impact des espèces d'arbres et de la profondeur sur la diversité et la composition microbiennes dans un TPSF d'Asie du Sud-Est. Cette étude a illustré le rôle important que joue la profondeur dans la structure de la communauté microbienne, et nous recommandons donc l'inclusion de ce facteur dans les futures recherches écologiques microbiennes dans les écosystèmes de tourbières. Les espèces d'arbres pourraient jouer un rôle important en influençant la diversité et la composition microbiennes, mais dans une moindre mesure que prévu dans les tourbières tropicales. Davantage de caractéristiques environnementales, telles que la matière organique dissoute et la teneur en ammonium, devraient également être incluses, car les effets interactifs des variables environnementales sont responsables de la structure de la communauté microbienne le long du profil de profondeur. De plus, les bases de données sur les espèces microbiennes doivent être améliorées pour donner une meilleure résolution. Des techniques de culture bactérienne devraient également être développées parallèlement aux essais biochimiques pour la caractérisation d'espèces potentiellement nouvelles. Avec une diversité microbienne connue dans le TPSF, des études se concentrant sur des groupes microbiens spécifiques (par exemple, des bactéries fixatrices d'azote, des méthanogènes et des méthanotrophes) ou des traits/gènes fonctionnels (nif, mmo) sont fortement recommandées pour comprendre leur implication dans la formation de la tourbe, le cycle des nutriments, les processus biogéochimiques et le changement climatique. Les TPSF sont des pools microbiens absolument sous-explorés, et des recherches similaires devraient être menées à plus grande échelle afin de générer de meilleures informations sur les connaissances rudimentaires actuelles de l'écologie microbienne dans ces écosystèmes menacés.


J'ai trois boîtes de Pétri et un vieux microscope 400x avec des lames vierges. Quelles expériences, le cas échéant, puis-je faire avec celles-ci dans mon appartement ?

J'ai un protège-dents qui, selon moi, pourrait être pratique pour voir à quel point il est "sale" après l'avoir porté et après l'avoir nettoyé. La troisième boîte de Pétri vide servirait-elle de témoin ?

Avez-vous d'autres suggestions de choses de type "autour de la maison" que je pourrais faire ?

Y a-t-il un endroit où je pourrais trouver à quoi ressemble la bactérie, pour référence ?

Comment dois-je procéder pour mettre des échantillons de boîtes de Pétri sur une lame ?

J'ai eu ce microscope quand j'avais 8 ans. Je viens de l'attraper dans mon ancienne chambre chez mes parents, et les boîtes de Pétri ont été achetées pour un jeu de société pour contenir des "cubes de maladie" et c'est ce qu'il me reste. J'ai juste pensé que ça pourrait être chouette de faire quelque chose avec eux maintenant.

Existe-t-il un subreddit pour la conception d'expériences ? Si ce n'est pas le cas, ça pourrait être plutôt chouette.

Plutôt que d'utiliser les plaques avec une gélatine nutritive, vous pouvez utiliser un bouillon nutritif. Ce bouillon peut simplement être un bouillon de légumes ou de viande, probablement même des cubes de lingots (bien que ceux-ci puissent être un peu salés pour favoriser la croissance bactérienne).

Je commence par laisser le bouillon de côté pendant un jour ou deux. Une fois ce film obtenu, vous pouvez en prélever un petit échantillon, l'étaler sur une lame et le laisser sécher ou les fixer à la chaleur. Vous pouvez ensuite les teindre à l'aide de matériaux ménagers (ou facilement disponibles).

Faire de la gélatine nutritive ou des bouillons est vraiment facile si vous avez les ingrédients. La chose la plus importante à apprendre est les techniques stériles, c'est-à-dire empêcher la contamination du milieu de culture avant de l'inoculer avec votre échantillon.

Vous pouvez essayer de faire un bouillon stérile en le faisant bouillir ET son récipient hermétique (non scellé pendant l'ébullition), bien que cela favorisera probablement la croissance bactérienne anaérobie plutôt que la croissance des champignons ou des bactéries aérobies. Vous devrez peut-être « graduer » un peu vos techniques pour obtenir une bonne croissance aérobie.

Un commentaire précédent dit que vous avez besoin d'un incubateur. Ce n'est tout simplement pas vrai - une grande partie des bactéries que nous rencontrons quotidiennement (toutes les heures, toutes les minutes, deuxièmement !) Les médias spécialisés ne sont vraiment nécessaires dans un laboratoire que lorsque vous essayez de favoriser la croissance d'un type, d'une espèce ou d'une souche de bactérie particulier. Vous semblez juste vouloir vous amuser au microscope. Je dis allez-y et acquérez des connaissances en cours de route.

Merci pour la réponse! Heureux de connaître les techniques de bouillon et de stérilisation, car je pensais pouvoir le faire une seule fois. C'est donc bien de savoir faire le mien et de pouvoir réutiliser la vaisselle.

Aussi, je n'ai pas pensé à la teinture, merci pour ce lien. Ce sera très utile.

Je viens de terminer tous mes cours généraux pour un diplôme en biotechnologie et je suis ravi de commencer les cours les plus spécifiques et les plus pertinents. J'étais chez mes parents en train de nettoyer mon ancienne chambre pour eux et je pensais pouvoir faire des trucs amusants avant le début des cours avec le microscope.

Ce n'est pas une expérience, mais à mon avis, la chose la plus cool que vous puissiez voir est de loin l'eau d'un étang ou d'un fossé en bordure de route (le genre qui reste humide pendant quelques semaines ou plus à la fois).

C'est ce que vous devez faire. Vous verrez toutes sortes de trucs sympas comme volvox https://en.wikipedia.org/wiki/Volvox

Ou de l'eau de mer si vous êtes près de la côte.

C'est aussi une très bonne suggestion ! J'ai un pote qui fait de la bière maison. Peut-être pourrions-nous faire des comparaisons avec des bières commerciales. Cela peut être effrayant, haha, pas sûr qu'il veuille voir ça.

Prenez de la gélose ou une autre sorte de gélatine, faites-la bouillir à 1,5 ou 2% (2 grammes pour 100 ml) dans de l'eau, versez-la dans une de vos boîtes de Pétri (l'épaisseur n'a pas beaucoup d'importance). Diluez maintenant un petit morceau de yaourt nature dans de l'eau et mettez une goutte dans une lame. Jetez un coup d'oeil. Pouvez-vous voir les petits points? Bon. Sont-ils si nombreux que vous ne pouvez pas compter ce qu'il y a dans votre champ de vision ? Ensuite, diluez-le un peu plus.

Maintenant, mettez suffisamment de vos bactéries de yaourt diluées pour couvrir la plaque en inclinant le liquide autour. Pipetez ou égouttez l'excès de liquide, laissez sécher pendant 10 minutes et vous avez fait vos plaques d'isolement d'amibe. Maintenant, vous pouvez saisir un morceau de terre ou même de la poussière de maison et le placer au milieu de l'assiette, puis le couvrir et attendre un jour ou deux. Le sol contient des amibes soit sous leur forme active (trophozoïtes) soit sous leur forme hybernante (kystes). Ils commenceront à sortir de sous votre échantillon environnemental (boue, etc.) et dans la plaque, car ils mangent les bactéries et se développent. Ils formeront probablement un front, où vous pourrez voir de nombreuses amibes en ligne avancer sur les bactéries, et au fil du temps, vous verrez des sphères avec des étoiles au milieu. Ceux-ci sont Acanthamoeba kystes.

Oh, vous pouvez les regarder directement sur la plaque si vous avez un microscope inversé. Sinon, vous pouvez laisser quelques jours aux plaques, puis vous pouvez ajouter quelques gouttes d'eau sur votre plaque (rester à l'écart de votre échantillon de saleté ou le retirer) et le frotter doucement sur la gélose afin de déplacer les bactéries et les amibes . Utilisez quelque chose de léger, qui ne détruira pas la gélatine (j'ai utilisé une bande de parafilm non étiré). Inclinez maintenant la plaque et recueillez le liquide avec une pipette ou une pipette. Déposez une ou deux gouttes sur votre lame, laissez reposer 10 minutes dans une chambre humide. Vous pouvez le faire en mettant les diapositives dans une boîte en plastique où vous avez mis du papier humide avant : Mettez une diapositive propre sur le papier humide, appliquez la goutte de matière au milieu de la diapositive, fermez la boîte et attendez 10 minutes .

Maintenant, vos amibes sont tombées au fond, attachées au verre et ont commencé à se déplacer dessus. Vous pouvez maintenant placer la lame sur votre microscope et la regarder se déplacer et manger des bactéries.


Succession dans les marais salants

D'où vient la boue ?

Les marais salés se développent sur les côtes de dépôt, les baies et les estuaires où les mouvements des marées sont doux et l'érosion est légère. Les particules d'argile portent une charge négative, donc en eau douce elles se repoussent et restent en suspension. Mais lorsque l'eau douce se mélange à l'eau de mer, comme dans un estuaire par exemple, les charges négatives sont neutralisées. Dans des conditions abritées, les argiles commencent à se lier ou à floculer. By doing this they become larger and heavier, and eventually fall out of suspension and start to build up (processes known as sedimentation and accretion). These processes are continuous, meaning the height of the mud increases over time and the surface gradually experiences longer periods out of the water.

Stage 1: Migration

Migration must have occurred for anything at all to be present on the site. Plant seeds and spores are carried by the wind. Some of these land on the bare mud, where they can germinate and develop. If their seeds are sufficiently undisturbed, they will germinate and grow successfully. Once mud has built up sufficiently that it has risen above high tide level and is out of the water for 2 or 3 continuous days, any suitable plant seeds which are blown onto the mud may germinate and grow. Small pioneer plants will begin to colonise the surface of the mud.

Stage 2: Colonisation

Microscopic, filamentous cyanobacteria (blue–green algae) colonise the surface of the mud. They held to bind the mud surface together, trapping particles against their fronds. In summer fast growing ephemeral green algae like Enteromorpha spp. (gut weed) or Ulva spp. (sea lettuce) grow attached to small stones (or anything they can stick to) in the mud. These will also help to bind the surface of the mud together and trap particulate material against their fronds. But conditions are still harsh. The vegetation is described as 'open', as there is lots of open space between plants.

Stage 3: Establishment

More seeds and spores germinate and develop. Small halophytic (salt tolerant) pioneer plants such as glasswort (Salicornia spp.) and cord grass (Spartina spp.) can then colonise the surface of the mud.

Pioneer plants at Gann saltmarsh: cord grass Pioneer plants at Gann saltmarsh: glasswort

The presence of these first plants on the developing saltmarsh will affect the physical conditions. Roots help consolidate the mud that has already built up by binding it together and carrying oxygen into it and stems and leaves help trap more sediment. It has been estimated that Spartina can add 8-10 cm of mud a year to a salt marsh. In addition, the plants provide a source of food and places of refuge for animals. Decomposition of the plants over winter adds organic matter, nutrients and minerals to the muddy soil.

Stage 4: Competition

Over time, the mud becomes less stressful for plants, as death and decay of vegetation continues to add organic matter to the soil. The roots of pioneer plants will help consolidate the mud that has already built up by binding it together. As a result, the time that the mud is out of the sea water increases. The vegetation beomes 'closed', forming a continuous carpet over the ground and there is much less bare ground available.

With the physical environment improving over time, conditions become suitable for additional species to be present and plants such as sea purslane (Atriplex portulacoides), sea lavender (Limonium spp.), sea aster (Aster tripolium), plantain (Plantago spp.), scurvy grass (Cochlearia officinalis) and thrift (Armeria maritima) will take over from the pioneer species.

The number of species continues to increase as abiotic factors become more favourable. T here are now a lot of species all wanting the same resources (water, light, carbon dioxide, oxygen, nutrients) from the same space at the same time. As there are not enough resources to go round, it produces competition. Competitive exclusion suggests that where different species are in strong competition one will prevail at the expense of the other.

Stage 5: Stabilisation

The species that have survived the competition stage will not be competing strongly with one another anymore as they all occupy different niches. Each species occupies its own niche, and therefore avoids having to compete strongly with other species. Vegetation is dominated by low-growing flowering plants such as scurvy grass (Cochlearia officinalis) and sea lavender (Limonium humile). Few new species appear at this stage.

Stage 6: Climax

Shading by taller vegetation means that woody species outcompete species from earlier seral stages, and so the species diversity is lower. The climax vegetation of saltmarsh succession is deceiduous woodland. No new species are added and the community remains the same over long periods of time (theoretically forever). The vegetation is said to be in equilibrium with the environment a true state of balance has been achieved. The type of climax vegetation present is determined by the climate of the area, wind speeds and direction, animal grazing, pH, temperature and many other factors.


Voir la vidéo: Iidsed bakterid sinu rakkudes?! Miks ja kuidas nende eest hoolitseda.. (Août 2022).